Особенности роста растяжением клеток колеоптилей злаков в норме и при затоплении

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Только для подписчиков

Аннотация

В обзоре рассмотрены современные представления о механизмах реализации начальных этапов роста растяжением растительных клеток на примере клеток колеоптилей — ювенильных органов проростков злаков. Рост растяжением колеоптилей расценивается как защитный морфофизиологический этап развития проростка при подземном прорастании. Рассмотрены такие молекулярные механизмы роста растяжением, как изменение свойств клеточной стенки, активация протонных насосов, а также аквапоринов плазмалеммы и тонопласта. Особое внимание уделено гормональной системе регуляции роста растяжением, в том числе ауксину и этилену. На примере колеоптилей риса — полуводного растения, толерантного к недостатку кислорода, — продемонстрировано, что в условиях затопления механизмы роста в значительной степени меняются, однако полностью обеспечивают рост клеток растяжением. Происходит также перераспределение значимости между фитогормонами. Приведенные в обзоре данные указывают на необходимость продолжения исследований механизмов роста растяжением в норме и в стрессовых условиях.

Об авторах

Анастасия Алексеевна Кирпичникова

Санкт-Петербургский государственный университет

Email: nastin1972@mail.ru
ORCID iD: 0000-0001-5133-5175
SPIN-код: 9960-9527
Россия, Санкт-Петербург

Гюзель Радомесовна Кудоярова

Санкт-Петербургский государственный университет; Уфимский институт биологии Уфимского федерального исследовательского центра Российской академии наук

Email: guzel@anrb.ru
ORCID iD: 0000-0001-6409-9976
SPIN-код: 6130-3083

д-р биол. наук, профессор

Россия, Санкт-Петербург; Уфа

Владислав Владимирович Емельянов

Санкт-Петербургский государственный университет

Email: bootika@mail.ru
ORCID iD: 0000-0003-2323-5235
SPIN-код: 9460-1278
http://www.bio.spbu.ru/staff/id179_evv.php

канд. биол. наук, доцент

Россия, Санкт-Петербург

Мария Федоровна Шишова

Санкт-Петербургский государственный университет

Автор, ответственный за переписку.
Email: mshishova@mail.ru
ORCID iD: 0000-0003-3657-2986
SPIN-код: 7842-7611

д-р биол. наук, профессор

Россия, Санкт-Петербург

Список литературы

  1. Cosgrove D.J. Plant cell wall extensibility: Connecting plant cell growth with cell wall structure, mechanics, and the action of wall-modifying enzymes // J Exp Bot. 2016. Vol. 67, No. 2. P. 463–476. doi: 10.1093/jxb/erv511
  2. Горшкова Т.А. Клеточная стенка — многофункциональная структура растения // LXXX Тимирязевские чтения / под ред. Д.А. Лося. Москва: Наука, 2021. 118 c.
  3. Полевой В.В. Роль ауксина в системах регуляции у растений // XLIV Тимирязевские чтения / под ред. М.Х. Чайлахяна. Ленинград: Наука, 1986. 80 c.
  4. Hilty J., Muller B., Pantin F., Leuzinger S. Plant growth: The what, the how, and the why // New Phytol. 2021. Vol. 232, No. 1. P. 25–41. doi: 10.1111/nph.17610
  5. Kutschera U., Deng Z., Oses-Prieto J.A., et al. Cessation of coleoptile elongation and loss of auxin sensitivity in developing rye seedlings: A quantitative proteomic analysis // Plant Signal Behav. 2010. Vol. 5, No. 5. P. 509–517. doi: 10.4161/psb.11210
  6. Inada N., Sakai A., Kuroiwa H., Kuroiwa T. Three-dimensional progression of programmed death in the rice coleoptile // Int Rev Cytol. 2002. Vol. 218. P. 221–258. doi: 10.1016/s0074-7696(02)18014-4
  7. Zhao X., Niu Y., Hossain Z., et al. New insights into light spectral quality inhibits the plasticity elongation of maize mesocotyl and coleoptile during seed germination // Front Plant Sci. 2023. Vol. 14. ID 1152399. doi: 10.3389/fpls.2023.1152399
  8. Kawai M., Uchimiya H. Coleoptile senescence in rice (Oryza sativa L.) // Ann Bot. 2000. Vol. 86, No. 2. P. 405–414. doi: 10.1006/anbo.2000.1199
  9. Takahashi H., Saika H., Matsumura H., et al. Cell division and cell elongation in the coleoptile of rice alcohol dehydrogenase 1-deficient mutant are reduced under complete submergence // Ann Bot. 2011. Vol. 108, No. 2. P. 253–261. doi: 10.1093/aob/mcr137
  10. Edwards J.M., Roberts T.H., Atwell B.J. Quantifying ATP turnover in anoxic coleoptiles of rice (Oryza sativa) demonstrates preferential allocation of energy to protein synthesis // J Exp Bot. 2012. Vol. 63, No. 12. P. 4389–4402. doi: 10.1093/jxb/ers114
  11. O’Sullivan P.A., Weiss G.M., Friesen D. Tolerance of spring wheat (Triticum aestivum L.) to trifluralin deep-incorporated in the autumn or spring // Weed Res. 1985. Vol. 25, No. 4. P. 275–280. doi: 10.1111/j.1365-3180.1985.tb00645.x
  12. Brown P.R., Singleton G.R., Tann C.R., Mock I. Increasing sowing depth to reduce mouse damage to winter crops // Crop Prot. 2003. Vol. 22, No. 4. P. 653–660. doi: 10.1016/S0261-2194(03)00006-1
  13. Rebetzke G.J., Zheng B., Chapman S.C. Do wheat breeders have suitable genetic variation to overcome short coleoptiles and poor establishment in the warmer soils of future climates? // Funct Plant Biol. 2016. Vol. 43, No. 10. P. 961–972. doi: 10.1071/FP15362
  14. Atwell B.J., Waters I., Greenway H. The effect of oxygen and turbulence on elongation of coleoptiles of submergence-tolerant and -intolerant rice cultivars // J Exp Bot. 1982. Vol. 33, No. 5. P. 1030–1044. doi: 10.1093/jxb/33.5.1030
  15. Богданова Е.М., Бертова А.Д., Кирпичникова А.А., и др. Показатели роста и устойчивости к дефициту кислорода у колеоптилей Oryza sativa L. из коллекции Федерального научного центра риса // Сельскохозяйственная биология. 2023. Т. 58, № 3. С. 538–553. doi: 10.15389/agrobiology.2023.3.538rus
  16. Huang S., Shingaki-Wells R.N., Petereit J., et al. Temperature-dependent metabolic adaptation of Triticum aestivum seedlings to anoxia // Sci Rep. 2018. Vol. 8. ID 6151. doi: 10.1038/s41598-018-24419-7
  17. Luo H., Hill C.B., Zhou G., et al. Genome-wide association mapping reveals novel genes associated with coleoptile length in a worldwide collection of barley // BMC Plant Biol. 2020. Vol. 20. ID 346. doi: 10.1186/s12870-020-02547-5
  18. Шарова Е.И. Клеточная стенка растений. Санкт-Петербург: Изд-во СПбГУ, 2004. 156 с.
  19. Cosgrove D.J. Growth of the plant cell wall // Nat Rev Mol Cell Biol. 2005. Vol. 6, No. 11. P. 850–861. doi: 10.1038/nrm1746
  20. Горшкова Т.А. Растительная клеточная стенка как динамичная система. Москва: Наука, 2007. 429 c.
  21. Freshour G., Clay R.P., Fuller M.S., et al. Developmental and tissue-specific structural alterations of the cell-wall polysaccharides of Arabidopsis thaliana roots // Plant Physiol. 1996. Vol. 110, No. 4. P. 1413–1429. doi: 10.1104/pp.110.4.1413
  22. Goudenhooft C., Siniscalco D., Arnould O., et al. Investigation of the mechanical properties of flax cell walls during plant development: The relation between performance and cell wall structure // Fibers. 2018. Vol. 6, No. 1. ID 6. doi: 10.3390/fib6010006
  23. Samalova M., Gahurova E., Hejatko J. Expansin-mediated developmental and adaptive responses: A matter of cell wall biomechanics? // Quant Plant Biol. 2022. Vol. 3. ID e11. doi: 10.1017/qpb.2022.6
  24. Gibeaut D.M., Pauly M., Bacic A., Fincher G.B. Changes in cell wall polysaccharides in developing barley (Hordeum vulgare) coleoptiles // Planta. 2005. Vol. 221. P. 729–738. doi: 10.1007/s00425-005-1481-0
  25. Kozlova L.V., Snegireva A.V., Gorshkova T.A. Distribution and structure of mixed linkage glucan at different stages of elongation of maize root cells // Russ J Plant Physiol. 2012. Vol. 59, No. 3. P. 339–347. doi: 10.1134/S1021443712030090
  26. Li J., Dickerson T.J., Hoffmann-Benning S. Contribution of proteomics in the identification of novel proteins associated with plant growth // J Proteome Res. 2013. Vol. 12, No. 11. P. 4882–48891. doi: 10.1021/pr400608d
  27. Niu L., Huang W., Liu L., et al. Differential abundance proteins associated with rapid growth of etiolated coleoptiles in maize // Plant Direct. 2021. Vol. 5, No. 6. ID e00332. doi: 10.1002/pld3.332
  28. Long Y., Cheddadi I., Mosca G., et al. Cellular heterogeneity in pressure and growth emerges from tissue topology and geometry // Curr Biol. 2020. Vol. 30, No. 8. P. 1504–1516.e8. doi: 10.1016/j.cub.2020.02.027
  29. Ali O., Cheddadi I., Landrein B., Long Y. Revisiting the relationship between turgor pressure and plant cell growth // New Phytol. 2023. Vol. 238, No. 1. P. 62–69. doi: 10.1111/nph.18683
  30. Li Y., Zeng H., Xu F., et al. H+-ATPases in plant growth and stress responses // Annu Rev Plant Biol. 2022. Vol. 73. P. 495–521. doi: 10.1146/annurev-arplant-102820-114551
  31. Kaiser S., Scheuring D. To lead or to follow: Contribution of the plant vacuole to cell growth // Front Plant Sci. 2020. Vol. 11. ID 553. doi: 10.3389/fpls.2020.00553
  32. Duckney P.J., Wang P., Hussey P.J. Membrane contact sites and cytoskeleton-membrane interactions in autophagy // FEBS Lett. 2022. Vol. 596, No. 17. P. 2093–2103. doi: 10.1002/1873-3468.14414
  33. Kaiser S., Eisele S., Scheuring D. Vacuolar occupancy is crucial for cell elongation and growth regardless of the underlying mechanism // Plant Signal Behav. 2021. Vol. 16, No. 8. ID e1922796. doi: 10.1080/15592324.2021.1922796
  34. Deamer D.W., Bramhall J. Permeability of lipid bilayers to water and ionic solutes // Chem Phys Lipids. 1986. Vol. 40, No. 2–4. P. 167–188. doi: 10.1016/0009-3084(86)90069-1
  35. Kurowska M.M. Aquaporins in cereals — important players in maintaining cell homeostasis under abiotic stress // Genes. 2021. Vol. 12, No. 4. ID 477. doi: 10.3390/genes12040477
  36. Kudoyarova G., Veselov D., Yemelyanov V., Shishova M. The role of aquaporins in plant growth under conditions of oxygen deficiency // Int J Mol Sci. 2022. Vol. 23, No. 17. ID 10159. doi: 10.3390/ijms231710159
  37. Martre P., Morillon R., Barrieu F., et al. Plasma membrane aquaporin play a significant role during recovery from water deficit // Plant Physiol. 2002. Vol. 130, No. 4. P. 2101–2110. doi: 10.1104/pp.009019
  38. Hachez C., Zelazny E., Chaumont F. Modulating the expression of aquaporin genes in planta: A key to understand their physiological functions? // Biochim Biophys Acta. 2006. Vol. 1758, No. 8. P. 1142–1156. doi: 10.1016/j.bbamem.2006.02.017
  39. Wang Y., Zhao Z., Liu F., et al. Versatile roles of aquaporins in plant growth and development // Int J Mol Sci. 2020. Vol. 21, No. 24. ID 9485. doi: 10.3390/ijms21249485
  40. Moshelion M., Hachez C., Ye Q., et al. Membrane water permeability and aquaporin expression increase during growth of maize suspension cultured cells // Plant Cell Environ. 2009. Vol. 32, No. 10. P. 1334–1345. doi: 10.1111/j.1365-3040.2009.02001.x
  41. Zhou J.-Y., Hao D.-L., Yang G.-Z. Regulation of cytosolic pH: The contributions of plant plasma membrane H+-ATPases and multiple transporters // Int J Mol Sci. 2021. Vol. 22, No. 23. ID 12998. doi: 10.3390/ijms222312998
  42. Raghavendra A.S., Ye W., Kinoshita T. Editorial: pH as a signal and secondary messenger in plant cells // Front Plant Sci. 2023. Vol. 14. ID 1148689. doi: 10.3389/fpls.2023.1148689
  43. Barbez E. Root growth: Orchestrating pH levels in plants // eLife. 2023. Vol. 12. ID e91025. doi: 10.7554/eLife.91025
  44. Palmgren M.G. Plant plasma membrane H+-ATPases: Powerhouses for nutrient uptake // Annu Rev Plant Physiol Plant Mol Biol. 2001. Vol. 52. P. 817–845. doi: 10.1146/annurev.arplant.52.1.817
  45. Pedersen C.N., Axelsen K.B., Harper J.F., Palmgren M.G. Evolution of plant P-type ATPases // Front Plant Sci. 2012. Vol. 3. ID 31. doi: 10.3389/fpls.2012.00031
  46. Arango M., Gévaudant F., Oufattole M., Boutry M. The plasma membrane proton pump ATPase: the significance of gene subfamilies // Planta. 2003. Vol. 216, No. 3. P. 355–365. doi: 10.1007/s00425-002-0856-8
  47. Toda Y., Wang Y., Takahashi A., et al. Oryza sativa H+-ATPase (OSA) is involved in the regulation of dumbbell-shaped guard cells of rice // Plant Cell Physiol. 2016. Vol. 57, No. 6. P. 1220–1230. doi: 10.1093/pcp/pcw070
  48. Falhof J., Pedersen J.T., Fuglsang A.T., Palmgren M. Plasma membrane H+-ATPase regulation in the center of plant physiology // Mol Plant. 2016. Vol. 9, No. 3. P. 323–337. doi: 10.1016/j.molp.2015.11.002
  49. Camoni L., Di Lucente C., Pallucca R., et al. Binding of phosphatidic acid to 14-3-3 proteins hampers their ability to activate the plant plasma membrane H+-ATPase // IUBMB Life. 2012. Vol. 64, No. 8. P. 710–716. doi: 10.1002/iub.1058
  50. Hager A., Debus G., Edel H.G., et al. Auxin induces exocytosis and the rapid synthesis of a high-turnover pool of plasma-membrane H+-ATPase // Planta. 1991. Vol. 185, No. 4. P. 527–537. doi: 10.1007/BF00202963
  51. Rudashevskaya E.L., Kirpichnikova A.A., Shishova M.F. Activity of plasma membrane H+-ATPase in coleoptile cells during development of maize seedlings // Russ J Plant Physiol. 2005. Vol. 52, No. 4. P. 504–510. doi: 10.1007/s11183-005-0074-x
  52. Rudashevskaya E.L., Yakovlev A.Yu., Yakovleva O.V., Shishova M.F. Alteration of plasmalemma H+-ATPase activity in maize coleoptile cells at different age of seedlings // Cell Tissue Biol. 2009. Vol. 3, No. 2. P. 143–148. doi: 10.1134/S1990519X09020059
  53. Shishova M.F., Tankelyun O.V., Rudashevskaya E.L., et al. Alteration of transport activity of proton pumps in coleoptile cells during early development stages of maize seedlings // Russ J Dev Biol. 2012. Vol. 43, No. 6. P. 342–352. doi: 10.1134/S1062360412060070
  54. Ratajczak R. Structure, function and regulation of the plant vacuolar H(+)-translocating ATPase // Biochim Biophys Acta. 2000. Vol. 1465, No. 1–2. P. 17–36. doi: 10.1016/s0005-2736(00)00129-2
  55. Sze H., Schumacher K., Müller M.L., et al. A simple nomenclature for a complex proton pump: VHA genes encode the vacuolar H+-ATPase // Trends Plant Sci. 2002. Vol. 7, No. 4. P. 157–161. doi: 10.1016/s1360-1385(02)02240-9
  56. Kabała K., Janicka M. Structural and functional diversity of two ATP-driven plant proton pumps // Int J Mol Sci. 2023. Vol. 24, No. 5. ID 4512. doi: 10.3390/ijms24054512
  57. Chen T., Mikhaylova Yu.V., Shishova M.F. Molecular phylogenetic analysis of the tonoplast H+-ATPase subunits // Russ J Genet Appl Res. 2017. Vol. 7, No. 6. P. 592–606. doi: 10.1134/S207905971706003X
  58. Lupanga U., Rohrich R., Askani J., et al. The Arabidopsis V-ATPase is localized to the TGN/EE via a seed plant-specific motif // eLife. 2020. Vol. 9. ID e60568. doi: 10.7554/eLife.60568
  59. Schumacher K., Krebs M. The V-ATPase: Small cargo, large effects // Curr Opin Plant Biol. 2010. Vol. 13, No. 6. P. 724–730. doi: 10.1016/j.pbi.2010.07.003
  60. Seidel T. The plant V-ATPase // Front Plant Sci. 2022. Vol. 13. ID 931777. doi: 10.3389/fpls.2022.931777
  61. Klychnikov O.I., Li K.W., Lill H., de Boer A.H. TheV-ATPase from etiolated barley (Hordeum vulgare L.) shoots is activated by blue light and interacts with 14-3-3 proteins // J Exp Bot. 2007. Vol. 58, No. 5. P. 1013–1023. doi: 10.1093/jxb/erl261
  62. Lüttge U., Fischer-Schliebs E., Ratajczak R. The H+-pumping V-ATPase of higher plants: A versatile eco-enzyme in response to environmental stress // Cell Biol Mol Lett. 2001. Vol. 6, No. 2A. P. 356–361.
  63. Maeshima M. Vacuolar H(+)-pyrophosphatase // Biochim Biophys Acta. 2000. Vol. 1465, No. 1–2. P. 37–51. doi: 10.1016/s0005-2736(00)00130-9
  64. Neuhaus H.E., Trentmann O. Regulation of transport processes across the tonoplast // Front Plant Sci. 2014. Vol. 5. ID 460. doi: 10.3389/fpls.2014.00460
  65. Ferjani A., Segami S., Horiguchi G., et al. Keep an eye on PPi: The vacuolar-type H+-pyrophosphatase regulates postgerminative development in Arabidopsis // Plant Cell. 2011. Vol. 23, No. 8. P. 2895–2908. doi: 10.1105/tpc.111.085415
  66. Khadilkar A.S., Yadav U.P., Salazar C., et al. Constitutive and companion cell-specific overexpression of AVP1, encoding a proton-pumping pyrophosphatase, enhances biomass accumulation, phloem loading, and long-distance transport // Plant Physiol. 2016. Vol. 170, No. 1. P. 401–414. doi: 10.1104/pp.15.01409
  67. Primo C., Pizzio G.A., Yang J., et al. Plant proton pumping pyrophosphatase: The potential for its pyrophosphate synthesis activity to modulate plant growth // Plant Biol. 2019. Vol. 21, No. 6. P. 989–996. doi: 10.1111/plb.13007
  68. Zhang Y., Feng X., Wang L., et al. The structure, functional evolution, and evolutionary trajectories of the H+-PPase gene family in plants // BMC Genom. 2020. Vol. 21. ID 195. doi: 10.1186/s12864-020-6604-2
  69. Lin S.-M., Tsai J.-Y., Hsiao C.-D., et al. Crystal structure of a membrane-embedded H+-translocating pyrophosphatase // Nature. 2012. Vol. 484, No. 7394. P. 399–404. doi: 10.1038/nature10963
  70. Hsu Y.-D., Huang Y.-F., Pan Y.-J., et al. Regulation of H+-pyrophosphatase by 14-3-3 Proteins from Arabidopsis thaliana // J Membr Biol. 2018. Vol. 251, No. 2. P. 263–276. doi: 10.1007/s00232-018-0020-4
  71. Segami S., Asaoka M., Kinoshita S., et al. Biochemical, structural and physiological characteristics of vacuolar H+-pyrophosphatase // Plant Cell Physiol. 2018. Vol. 59, No. 7. P. 1300–1308. doi: 10.1093/pcp/pcy054
  72. Baroncelli S., Lercari B., Cionini P.G., et al. Effect of light and gibberellic acid on coleoptile and first-foliage-leaf growth in durum wheat (Triticum durum Desf.) // Planta. 1984. Vol. 160, No. 4. P. 298–304. doi: 10.1007/BF00393410
  73. Yin C.-C., Ma B., Collinge D.P., et al. Ethylene responses in rice roots and coleoptiles are differentially regulated by a carotenoid isomerase-mediated abscisic acid pathway // Plant Cell. 2015. Vol. 27, No. 4. P. 1061–1081. doi: 10.1105/tpc.15.00080
  74. Kutschera U., Wang Z.-Y. Growth-limiting proteins in maize coleoptiles and the auxin-brassinosteroid hypothesis of mesocotyl elongation // Protoplasma. 2016. Vol. 253, No. 1. P. 3–14. doi: 10.1007/s00709-015-0787-4
  75. Rayle D.L., Cleland R. Enhancement of wall loosening and elongation by acid solution // Plant Physiol. 1970. Vol. 46, No. 2. P. 250–253. doi: 10.1104/pp.46.2.250
  76. Nishitani K., Vissenberg K. Roles of the XTH protein family in the expanding cell. In: The expanding cell. Plant cell monographs / ed. by J.P. Verbelen, K. Vissenberg. Berlin, Heidelberg, New York: Springer, 2006. Vol. 5. P. 89–116. doi: 10.1007/7089_2006_072
  77. Hocq L., Pelloux J., Lefebvre V. Connecting homogalacturonan-type pectin remodeling to acid growth // Trends Plant Sci. 2017. Vol. 22, No. 1. P. 20–29. doi: 10.1016/j.tplants.2016.10.009
  78. Cosgrove D.J. Plant expansins: Diversity and interactions with plant cell walls // Curr Opin Plant Biol. 2015. Vol. 25. P. 162–172. doi: 10.1016/j.pbi.2015.05.014.
  79. McQueen-Mason S., Durachko D.M., Cosgrove D.J. Two endogenous proteins that induce cell wall extension in plants // Plant Cell. 1992. Vol. 4, No. 11. P. 1425–1433. doi: 10.1105/tpc.4.11.1425
  80. Du M., Spalding E.P., Gray W.M. Rapid auxin-mediated cell expansion // Annu Rev Plant Biol. 2020. Vol. 71. P. 379–402. doi: 10.1146/annurev-arplant-073019-025907
  81. Dharmasiri N., Dharmasiri S., Estelle M. The F-box protein TIR1 is an auxin receptor // Nature. 2005. Vol. 435, No. 7041. P. 441–445. doi: 10.1038/nature03543
  82. Dreher K.A., Brown J., Saw R.E., Callis J. The Arabidopsis Aux/IAA protein family has diversified in degradation and auxin responsiveness // Plant Cell. 2006. Vol. 18, No. 3. P. 699–714. doi: 10.1105/tpc.105.039172
  83. Takahashi K., Hayashi K.-I., Kinoshita T. Auxin activates the plasma membrane H+-ATPase by phosphorylation during hypocotyl elongation in Arabidopsis // Plant Physiol. 2012. Vol. 159, No. 2. P. 632–641. doi: 10.1104/pp.112.196428
  84. Stortenbeker N., Bemer M. The SAUR gene family: The plant’s toolbox for adaptation of growth and development // J Exp Bot. 2019. Vol. 70, No. 1. P. 17–27. doi: 10.1093/jxb/ery332
  85. Lin W., Zhou X., Tang W., et al. TMK-based cell-surface auxin signalling activates cell-wall acidification // Nature. 2021. Vol. 599, No. 7884. P. 278–282. doi: 10.1038/s41586-021-03976-4
  86. Kirpichnikova A.A., Rudashevskaya E.L., Yemelyanov V.V., Shishova M.F. Ca2+-Transport through plasma membrane as a test of auxin sensitivity // Plants. 2014. Vol. 3, No. 2. P. 209–222. doi: 10.3390/plants3020209
  87. Fendrych M., Leung J., Friml J. TIR1/AFB-Aux/IAA auxin perception mediates rapid cell wall acidification and growth of Arabidopsis hypocotyls // eLife. 2016. Vol. 5. ID e19048. doi: 10.7554/eLife.19048
  88. Xia L., Mar Marquès-Bueno M., Karnik R. Trafficking SNARE SYP132 partakes in auxin-associated root growth // Plant Physiol. 2020. Vol. 182, No. 4. P. 1836–1840. doi: 10.1104/pp.19.01301
  89. Liu S., Chen H. Ethylene signaling facilitates plant adaption to physical barriers // Front Plant Sci. 2021. Vol. 12. ID 697988. doi: 10.3389/fpls.2021.697988
  90. Binder B.M. Ethylene signaling in plants // J Biol Chem. 2020. Vol. 295, No. 22. P. 7710–7725. doi: 10.1074/jbc.REV120.010854
  91. Yin C.-C., Huang Y.-H., Zhang X., et al. Ethylene-mediated regulation of coleoptile elongation in rice seedlings // Plant Cell Environ. 2023. Vol. 46, No. 4. P. 1060–1074. doi: 10.1111/pce.14492
  92. Wang J.-H., Gu K.-D., Zhang Q.-Y., et al. Ethylene inhibits malate accumulation in apple by transcriptional repression of aluminum-activated malate transporter 9 via the WRKY31-ERF72 network // New Phytol. 2023. Vol. 239, No. 3. P. 1014–1034. doi: 10.1111/nph.18795
  93. Tungngoen K., Kongsawadworakul P., Viboonjun U., et al. Involvement of HbPIP2;1 and HbTIP1;1 aquaporins in ethylene stimulation of latex yield through regulation of water exchanges between inner liber and latex cells in Hevea brasiliensis // Plant Physiol. 2009. Vol. 151, No. 2. P. 843–856. doi: 10.1104/pp.109.140228
  94. Karcz W., Kurtyka R. Effect of cadmium on growth, proton extrusion and membrane potential in maize coleoptile segments // Biol Plant. 2007. Vol. 51, No. 4. P. 713–719. doi: 10.1007/s10535-007-0147-0
  95. González Á., Ayerbe L. Response of coleoptiles to water deficit: Growth, turgor maintenance and osmotic adjustment in barley plants (Hordeum vulgare L.) // Agric Sci. 2011. Vol. 2, No. 3. P. 159–166. doi: 10.4236/as.2011.23022
  96. Nizam I. Effects of salinity stress on water uptake, germination and early seedling growth of perennial ryegrass // Afr J Biotechnol. 2011. Vol. 10, No. 51. P. 10418–10424. doi: 10.5897/AJB11.1243
  97. Wu Y.-S., Yang C.-Y. Comprehensive transcriptomic analysis of auxin responses in submerged rice coleoptile growth // Int J Mol Sci. 2020. Vol. 21, No. 4. ID 1292. doi: 10.3390/ijms21041292
  98. Chirkova T., Yemelyanov V. The study of plant adaptation to oxygen deficiency in Saint Petersburg University // Biol Commun. 2018. Vol. 63, No. 1. P. 17–31. doi: 10.21638/spbu03.2018.104
  99. Turner F.T., Chen C.-C., Mccauley G.N. Morphological development of rice seedlings in water at controlled oxygen levels // Agron J. 1981. Vol. 73, No. 3. P. 566–568. doi: 10.2134/agronj1981.00021962007300030037x
  100. Ismail A.M., Ella E.S., Vergara G.V. Mechanisms associated with tolerance to submergence during germination and early seedling growth in rice (Oryza sativa) // Ann Bot. 2009. Vol. 103, No. 2. P. 197–209. doi: 10.1093/aob/mcn211
  101. Su X., Wu H., Xiang J., et al. Evaluation of submergence tolerance of different rice genotypes at seedling emergence stage under water direct seeding // OALib J. 2022. Vol. 9. ID e8706. doi: 10.4236/oalib.1108706
  102. Kordan H.A. Patterns of shoot and root growth in rice seedlings germinating under water // J Appl Ecol. 1974. Vol. 11, No. 2. P. 685–690. doi: 10.2307/2402218
  103. Shiono K., Koshide A., Iwasaki K., et al. Imaging the snorkel effect during submerged germination in rice: Oxygen supply via the coleoptile triggers seminal root emergence underwater // Front Plant Sci. 2022. Vol. 13. ID 946776. doi: 10.3389/fpls.2022.946776
  104. Narsai R., Edwards J.M., Roberts T.H., et al. Mechanisms of growth and patterns of gene expression in oxygen-deprived rice coleoptiles // Plant J. 2015. Vol. 82, No. 1. P. 25–40. doi: 10.1111/tpj.12786
  105. Hsu S.-K., Tung C.-W. RNA-Seq analysis of diverse rice genotypes to identify the genes controlling coleoptile growth during submerged germination // Front Plant Sci. 2017. Vol. 8. ID 762. doi: 10.3389/fpls.2017.00762
  106. Lasanthi-Kudahettige R., Magneschi L., Loreti E., et al. Transcript profiling of the anoxic rice coleoptile // Plant Physiol. 2007. Vol. 144, No. 1. P. 218–231. doi: 10.1104/pp.106.093997
  107. Magneschi L., Lasanthi-Kudahettige R., Alpi A., Perata P. Expansin gene expression and anoxic coleoptile elongation in rice cultivars // J Plant Physiol. 2009. Vol. 166, No. 14. P. 1576–1580. doi: 10.1016/j.jplph.2009.03.008
  108. Lee T.-M., Lin Y.-H. Peroxidase activity in relation to ethylene-induced rice (Oryza sativa L.) coleoptile elongation // Bot Bull Acad Sin. 1996. Vol. 37, No. 4. P. 239–245.
  109. Ishizawa K., Esashi Y. Gaseous factors involved in the enhanced elongation of rice coleoptiles under water // Plant Cell Environ. 1984. Vol. 7, No. 4. P. 239–245. doi: 10.1111/1365-3040.ep11589438
  110. Hager A. Avena coleoptile segments: Hyperelongation growth after anaerobic treatment // Z Naturforsch C. 1980. Vol. 35, No. 9. P. 794–804. doi: 10.1515/znc-1980-9-1022
  111. Yemelyanov V.V., Chirkova T.V., Lindberg S.M., Shishova M.F. Potassium efflux and cytosol acidification as primary anoxia-induced events in wheat and rice seedlings // Plants. 2020. Vol. 9, No. 9. ID 1216. doi: 10.3390/plants9091216
  112. Baykov A.A., Malinen A.M., Luoto H.H., Lahti R. Pyrophosphate-fueled Na+ and H+ transport in prokaryotes // Microbiol Mol Biol Rev. 2013. Vol. 77, No. 2. P. 267–276. doi: 10.1128/MMBR.00003-13
  113. Carystinos G.D., MacDonald H.R., Monroy A.F., et al. Vacuolar H(+)-translocating pyrophosphatase is induced by anoxia or chilling in seedlings of rice // Plant Physiol. 1995. Vol. 108, No. 2. P. 641–649. doi: 10.1104/pp.108.2.641
  114. Mohanty B. Promoter architecture and transcriptional regulation of genes upregulated in germination and coleoptile elongation of diverse rice genotypes tolerant to submergence // Front Genet. 2021. Vol. 12. ID 639654. doi: 10.3389/fgene.2021.639654
  115. Pegoraro R., Mapelli S., Torti G., Bertani A. Indole-3-acetic acid and rice coleoptile elongation under anoxia // J Plant Growth Regul. 1988. Vol. 7. P. 85–94. doi: 10.1007/BF02025378
  116. Horton R.F. The effect of ethylene and other regulators on coleoptile growth of rice under anoxia // Plant Sci. 1991. Vol. 79, No. 1. P. 57–62. doi: 10.1016/0168-9452(91)90069-K
  117. Nghi K.N., Tondelli A., Vale G., et al. Dissection of coleoptile elongation in japonica rice under submergence through integrated genome-wide association mapping and transcriptional analyses // Plant Cell Environ. 2019. Vol. 42, No. 6. P. 1832–1846. doi: 10.1111/pce.13540
  118. Nghi K.N., Tagliani A., Mariotti L., et al. Auxin is required for the long coleoptile trait in japonica rice under submergence // New Phytol. 2021. Vol. 229, No. 1. P. 85–93. doi: 10.1111/nph.16781
  119. Bailey-Serres J., Fukao T., Gibbs D.J., et al. Making sense of low oxygen sensing // Trends Plant Sci. 2012. Vol. 17, No. 3. P. 129–138. doi: 10.1016/j.tplants.2011.12.004

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать

© Эко-Вектор, 2023

Creative Commons License
Эта статья доступна по лицензии Creative Commons Attribution-NonCommercial-NoDerivatives 4.0 International License.
 


Согласие на обработку персональных данных с помощью сервиса «Яндекс.Метрика»

1. Я (далее – «Пользователь» или «Субъект персональных данных»), осуществляя использование сайта https://journals.rcsi.science/ (далее – «Сайт»), подтверждая свою полную дееспособность даю согласие на обработку персональных данных с использованием средств автоматизации Оператору - федеральному государственному бюджетному учреждению «Российский центр научной информации» (РЦНИ), далее – «Оператор», расположенному по адресу: 119991, г. Москва, Ленинский просп., д.32А, со следующими условиями.

2. Категории обрабатываемых данных: файлы «cookies» (куки-файлы). Файлы «cookie» – это небольшой текстовый файл, который веб-сервер может хранить в браузере Пользователя. Данные файлы веб-сервер загружает на устройство Пользователя при посещении им Сайта. При каждом следующем посещении Пользователем Сайта «cookie» файлы отправляются на Сайт Оператора. Данные файлы позволяют Сайту распознавать устройство Пользователя. Содержимое такого файла может как относиться, так и не относиться к персональным данным, в зависимости от того, содержит ли такой файл персональные данные или содержит обезличенные технические данные.

3. Цель обработки персональных данных: анализ пользовательской активности с помощью сервиса «Яндекс.Метрика».

4. Категории субъектов персональных данных: все Пользователи Сайта, которые дали согласие на обработку файлов «cookie».

5. Способы обработки: сбор, запись, систематизация, накопление, хранение, уточнение (обновление, изменение), извлечение, использование, передача (доступ, предоставление), блокирование, удаление, уничтожение персональных данных.

6. Срок обработки и хранения: до получения от Субъекта персональных данных требования о прекращении обработки/отзыва согласия.

7. Способ отзыва: заявление об отзыве в письменном виде путём его направления на адрес электронной почты Оператора: info@rcsi.science или путем письменного обращения по юридическому адресу: 119991, г. Москва, Ленинский просп., д.32А

8. Субъект персональных данных вправе запретить своему оборудованию прием этих данных или ограничить прием этих данных. При отказе от получения таких данных или при ограничении приема данных некоторые функции Сайта могут работать некорректно. Субъект персональных данных обязуется сам настроить свое оборудование таким способом, чтобы оно обеспечивало адекватный его желаниям режим работы и уровень защиты данных файлов «cookie», Оператор не предоставляет технологических и правовых консультаций на темы подобного характера.

9. Порядок уничтожения персональных данных при достижении цели их обработки или при наступлении иных законных оснований определяется Оператором в соответствии с законодательством Российской Федерации.

10. Я согласен/согласна квалифицировать в качестве своей простой электронной подписи под настоящим Согласием и под Политикой обработки персональных данных выполнение мною следующего действия на сайте: https://journals.rcsi.science/ нажатие мною на интерфейсе с текстом: «Сайт использует сервис «Яндекс.Метрика» (который использует файлы «cookie») на элемент с текстом «Принять и продолжить».