Роль моноцитов в иммунопатогенезе инфекционно-воспалительных заболеваний: от теории к практике

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Только для подписчиков

Аннотация

Моноциты — это циркулирующие клетки периферической крови, которые дифференцируются из гемопоэтических стволовых клеток красного костного мозга. Они служат первой линией защиты организма от различных патогенов и участвуют во всех типах воспалительных реакций при ответе на проникновение в организм вирусов, бактерий, грибов и гельминтов. Долгое время моноциты считались однородной группой клеток, но с развитием проточной цитометрии было показано, что их можно разделить на три субпопуляции по степени экспрессии поверхностных молекул CD14 и CD16: «классические» (CD14++CD16–), «провоспалительные» (CD14+CD16++) и «переходные» (CD14++CD16+). В настоящем обзоре рассмотрены различные механизмы реализации функциональной активности различных субпопуляций моноцитов и особенности их нарушения при различных вирусных заболеваниях, бактериальных инфекциях и сепсисе.

Об авторах

Андрей Сергеевич Трулев

Институт экспериментальной медицины

Автор, ответственный за переписку.
Email: trulioff@gmail.com
ORCID iD: 0000-0002-7495-446X
SPIN-код: 8688-7506

канд. биол. наук, старший научный сотрудник отдела иммунологии

Россия, 197022, Санкт-Петербург, ул. Академика Павлова, д. 12

Александр Геннадьевич Борисов

Федеральный исследовательский центр «Красноярский научный центр Сибирского отделения Российской академии наук»

Email: 2410454@mail.ru
ORCID iD: 0000-0001-6930-3243
SPIN-код: 9570-2254

Научно-исследовательский институт медицинских проблем Севера, канд. мед. наук. ведущий научный сотрудник лаборатории клеточно-молекулярной физиологии и патологии

Россия, Красноярск

Игорь Владимирович Кудрявцев

Институт экспериментальной медицины

Email: igorek1981@yandex.ru
ORCID iD: 0000-0001-7204-7850
SPIN-код: 4903-7636

канд. биол. наук, заведующий лабораторией клеточной иммунологии отдела иммунологии

Россия, 197022, Санкт-Петербург, ул. Академика Павлова, д. 12

Владимир Анатольевич Лазанович

Клиника ЕВРОМЕД

Email: immuno2003@mail.ru
ORCID iD: 0000-0003-0354-4890
SPIN-код: 1037-4447

канд. мед. наук, врач аллерголог-иммунолог

Россия, Краснодар

Андрей Анатольевич Савченко

Федеральный исследовательский центр «Красноярский научный центр Сибирского отделения Российской академии наук»

Email: aasavchenko@yandex.ru
ORCID iD: 0000-0001-5829-672X
SPIN-код: 3132-8260

Научно-исследовательский институт медицинских проблем Севера, д-р мед. наук, заведующий лабораторией клеточно-молекулярной физиологии и патологии

Россия, Красноярск

Список литературы

  1. Каспаров Э.В., Савченко А.А., Кудлай Д.А., и др. Клиническая иммунология. Реабилитация иммунной системы. Красноярск: Версона, 2022. 196 с.
  2. Gren S.T., Grip O. Role of monocytes and intestinal macrophages in Crohn’s disease and ulcerative colitis // Inflamm Bowel Dis. 2016. Vol. 22, N 8. С. 1992–1998. doi: 10.1097/MIB.0000000000000824
  3. Wallis Z.K., Williams K.C. Monocytes in HIV and SIV infection and aging: implications for inflamm-aging and accelerated aging // Viruses. 2022. Vol. 14, N 2. С. 409. doi: 10.3390/v14020409
  4. Чумакова С.П., Уразова О.И., Денисенко О.А., и др. Цитокины в механизмах регуляции моноцитопоэза при ишемической болезни сердца // Гематология и трансфузиология. 2022. Т. 67, № 4. С. 511–524 . EDN: FDACYA doi: 10.35754/0234-5730-2022-67-4-511-524
  5. Ożańska A., Szymczak D., Rybka J. Pattern of human monocyte subpopulations in health and disease // Scand J Immunol. 2020. Vol. 92, N 1. P. e12883. doi: 10.1111/sji.12883
  6. Liu S., Szatmary P., Lin J.W., et al. Circulating monocytes in acute pancreatitis // Front Immunol. 2022. Vol. 13. P. 1062849. doi: 10.3389/fimmu.2022.1062849
  7. Orozco S.L., Canny S.P., Hamerman J.A. Signals governing monocyte differentiation during inflammation // Curr Opin Immunol. 2021. Vol. 73. P. 16–24. doi: 10.1016/j.coi.2021.07.007
  8. Bettke J.A., Tam J.W., Montoya V., et al. Inflammatory monocytes promote granuloma-mediated control of persistent salmonella infection // Infect Immun. 2022. Vol. 90, N 4. P. e0007022. doi: 10.1128/iai.00070-22
  9. Xiong H., Pamer E.G. Monocytes and infection: modulator, messenger and effector // Immunobiology. 2015. Vol. 220, N 2. P. 210–214. doi: 10.1016/j.imbio.2014.08.007
  10. Samstein M., Schreiber H.A., Leiner I.M., et al. Essential yet limited role for CCR2 + inflammatory monocytes during Mycobacterium tuberculosis-specific T cell priming // Elife. 2013. Vol. 2. P. e01086. doi: 10.7554/eLife.01086
  11. Zhang Y., Khairallah C., Sheridan B.S., et al. CCR2 + inflammatory monocytes are recruited to Yersinia pseudotuberculosis pyogranulomas and dictate adaptive responses at the expense of innate immunity during oral infection // Infect Immun. 2018. Vol. 86, N 3. P. e00782–17. doi: 10.1128/IAI.00782-17
  12. Auger J.P., Rivest S., Benoit-Biancamano M.O., et al. Inflammatory monocytes and neutrophils regulate Streptococcus suis -induced systemic inflammation and disease but are not critical for the development of central nervous system disease in a mouse model of infection // Infect Immun. 2020. Vol. 88, N 3. P. e00787–19. doi: 10.1128/IAI.00787-19
  13. Montaño D.E., Hartung S., Wich M., et al. The TLR-NF-kB axis contributes to the monocytic inflammatory response against a virulent strain of Lichtheimia corymbifera , a causative agent of invasive mucormycosis // Front Immunol. 2022. Vol. 13. P. 882921. doi: 10.3389/fimmu.2022.882921
  14. Sabbatinelli J., Matacchione G., Giuliani A., et al. Circulating biomarkers of inflammaging as potential predictors of COVID-19 severe outcomes // Mech Ageing Dev. 2022. Vol. 204. P. 111667. doi: 10.1016/j.mad.2022.111667
  15. Passlick B., Flieger D., Ziegler-Heitbrock H.W. Identification and characterization of a novel monocyte subpopulation in human peripheral blood // Blood. 1989. Vol. 74, N 7. P. 2527–2534. doi: 10.1182/blood.V74.7.2527.2527
  16. Ziegler-Heitbrock H.W., Passlick B., Flieger D. The monoclonal antimonocyte antibody My4 stains B lymphocytes and two distinct monocyte subsets in human peripheral blood // Hybridoma. 1988. Vol. 7, N 6. P. 521–527. doi: 10.1089/hyb.1988.7.521
  17. Wright S.D., Ramos R.A., Tobias P.S., et al. CD14, a receptor for complexes of lipopolysaccharide (LPS) and LPS binding protein // Science. 1990. Vol. 249, N 4975. P. 1431–1433. doi: 10.1126/science.1698311
  18. Li L., Cai W., Guo P., et al. Characteristics and clinical significance of plasma IL-18, sCD14, and sCD163 levels in patients with HIV-1 infection // J Med Virol. 2023. Vol. 95, N 1. P. e28223. doi: 10.1002/jmv.28223
  19. Maddaloni C., De Rose D.U., Santisi A., et al. The emerging role of presepsin (P-SEP) in the diagnosis of sepsis in the critically ill infant: a literature review // Int J Mol Sci. 2021. Vol. 22, N 22. P. 12154. doi: 10.3390/ijms222212154
  20. Hsieh W.T., Hsu M.H., Lin W.J., et al. Ergosta-7, 9 (11), 22-trien-3β-ol Interferes with LPS docking to LBP, CD14, and TLR4/MD-2 Co-receptors to attenuate the NF-κB inflammatory pathway in vitro and drosophila // Int J Mol Sci. 2021. Vol. 22, N 12. P. 6511. doi: 10.3390/ijms22126511
  21. Gonzalez J.C., Chakraborty S., Thulin N.K., Wang T.T. Heterogeneity in IgG-CD16 signaling in infectious disease outcomes // Immunol Rev. 2022. Vol. 309, N 1. P. 64–74. doi: 10.1111/imr.13109
  22. Fall A.K.D.J., Dechavanne C., Sabbagh A., et al. Combined polymorphisms involving the IgG heavy chain and Fc gamma receptors among Fulani and non-Fulani in Benin: implications for the natural protection of young Fulani against Plasmodium falciparum malaria infections // Infect Genet Evol. 2023. Vol. 112. P. 105461. doi: 10.1016/j.meegid.2023.105461
  23. Nasr A., Aljada A., Hamid O., et al. Significant differences in FcγRIIa , FcγRIIIa and FcγRIIIb genes polymorphism and anti-malarial IgG subclass pattern are associated with severe Plasmodium falciparum malaria in Saudi children // Malar J. 2021. Vol. 20, N 1. P. 376. doi: 10.1186/s12936-021-03901-0
  24. Shimizu Y., Kohyama M., Yorifuji H., et al. FcγRIIIA-mediated activation of NK cells by IgG heavy chain complexed with MHC class II molecules // Int Immunol. 2019. Vol. 31, N 5. P. 303–314. doi: 10.1093/intimm/dxz010
  25. Treffers L.W., van Houdt M., Bruggeman C.W., et al. FcγRIIIb restricts antibody-dependent destruction of cancer cells by human neutrophils // Front Immunol. 2019. Vol. 9. P. 3124. doi: 10.3389/fimmu.2018.03124
  26. Hellman L. Phenotypic and functional heterogeneity of monocytes and macrophages // Int J Mol Sci. 2023. Vol. 24, N 19. P. 14525. doi: 10.3390/ijms241914525
  27. Williams H., Mack C., Baraz R., et al. Monocyte differentiation and heterogeneity: inter-subset and interindividual differences // Int J Mol Sci. 2023. Vol. 24, N 10. P. 8757. doi: 10.3390/ijms24108757
  28. Buscher K., Marcovecchio P., Hedrick C.C., Ley K. Patrolling mechanics of non-classical monocytes in vascular inflammation // Front Cardiovasc Med. 2017. Vol. 4. P. 80. doi: 10.3389/fcvm.2017.00080
  29. Gabriel H., Urhausen A., Brechtel L., et al. Alterations of regular and mature monocytes are distinct, and dependent of intensity and duration of exercise // Eur J Appl Physiol Occup Physiol. 1994. Vol. 69, N 2. P. 179–181. doi: 10.1007/BF00609414
  30. Slavick A., Furer V., Polachek A., et al. Circulating and synovial monocytes in arthritis and ex-vivo model to evaluate therapeutic modulation of synovial monocytes // Immunol Invest. 2023. Vol. 52, N 7. P. 832–855. doi: 10.1080/08820139.2023.2247438
  31. Tamene W., Marconi V.C., Abebe M., et al. Differential expression of chemokine receptors on monocytes in TB and HIV S // Heliyon. 2023. Vol. 9, N 6. P. e17202. doi: 10.1016/j.heliyon.2023.e17202
  32. Bianconi V., Sahebkar A., Atkin S.L., Pirro M. The regulation and importance of monocyte chemoattractant protein-1 // Curr Opin Hematol. 2018. Vol. 25, N 1. P. 44–51. doi: 10.1097/MOH.0000000000000389
  33. Патышева М.Р., Стахеева М.Н., Ларионова И.В., и др. Моноциты при злокачественных новообразованиях: перспективы и точки приложения для диагностики и терапии // Бюллетень сибирской медицины. 2019. Т. 18, № 1. С. 60–75. EDN: ARRYLN doi: 10.20538/1682-0363-2019-1-60-75
  34. Jarosova R., Ondrackova P., Leva L., et al. Cytokine expression by CD163 + monocytes in healthy and Actinobacillus pleuropneumoniae -infected pigs // Res Vet Sci. 2022. Vol. 152. P. 1–9. doi: 10.1016/j.rvsc.2022.07.015
  35. Lee J.G., Jaeger K.E., Seki Y., et al. Human CD36hi monocytes induce Foxp3 + CD25 + T cells with regulatory functions from CD4 and CD8 subsets // Immunology. 2021. Vol. 163, N 3. P. 293–309. doi: 10.1111/imm.13316
  36. Qu P.F., Li R., Xu C., et al. A clinical pilot study to evaluate CD64 expression on blood monocytes as an indicator of periprosthetic joint infection // J Bone Joint Surg Am. 2020. Vol. 102, N 17. P. e99. doi: 10.2106/JBJS.20.00057
  37. Lekka K., Marangos M., Roupas N., et al. Evaluation of the activity of neutrophils and monocytes in diabetic patients with sepsis, can surface antigens HLA-DR and CD64 be useful as prognostic factors? // J Clin Med Res. 2020. Vol. 12, N 3. P. 157–164. doi: 10.14740/jocmr4068
  38. Савченко А.А., Борисов А.Г., Модестов А.А., и др. Фенотипический состав и хемилюминесцентная активность моноцитов у больных почечно-клеточным раком // Медицинская иммунология. 2015. Т. 17, № 2. С. 141–150. EDN: TORDFB doi: 10.15789/1563-0625-2015-2-141-150
  39. Novais F.O., Nguyen B.T., Beiting D.P., et al. Human classical monocytes control the intracellular stage of Leishmania braziliensis by reactive oxygen species // J Infect Dis. 2014. Vol. 209, N 8. P. 1288–1296. doi: 10.1093/infdis/jiu013
  40. Zawada A.M., Rogacev K.S., Rotter B., et al. SuperSAGE evidence for CD14 ++ CD16 + monocytes as a third monocyte subset // Blood. 2011. Vol. 118, N 12. P. e50–e61. doi: 10.1182/blood-2011-01-326827
  41. Cros J., Cagnard N., Woollard K., et al. Human CD14dim monocytes patrol and sense nucleic acids and viruses via TLR7 and TLR8 receptors // Immunity. 2010. Vol. 33, N 3. P. 375–386. doi: 10.1016/j.immuni.2010.08.012
  42. Urbán-Solano A., Flores-Gonzalez J., Cruz-Lagunas A., et al. High levels of PF4, VEGF-A, and classical monocytes correlate with the platelets count and inflammation during active tuberculosis // Front Immunol. 2022. Vol. 13. P. 1016472. doi: 10.3389/fimmu.2022.1016472
  43. Lira-Junior R., Holmström S.B., Clark R., et al. S100A12 expression is modulated during monocyte differentiation and reflects periodontitis severity // Front Immunol. 2020. Vol. 11. P. 86. doi: 10.3389/fimmu.2020.00086
  44. Gaur P., Myles A., Misra R., Aggarwal A. Intermediate monocytes are increased in enthesitis-related arthritis, a category of juvenile idiopathic arthritis // Clin Exp Immunol. 2017. Vol. 187, N 2. P. 234–241. doi: 10.1111/cei.12880
  45. Connaughton E.P., Naicker S., Hanley S.A., et al. Phenotypic and functional heterogeneity of human intermediate monocytes based on HLA-DR expression // Immunol Cell Biol. 2018. Vol. 5. P. 45. doi: 10.1111/imcb.12032
  46. Narasimhan P.B., Marcovecchio P., Hamers A.A.J., Hedrick C.C. Nonclassical monocytes in health and disease // Annu Rev Immunol. 2019. Vol. 37. P. 439–456. doi: 10.1146/annurev-immunol-042617-053119
  47. Marcovecchio P.M., Zhu Y.P., Hanna R.N., et al. Frontline science: Kindlin-3 is essential for patrolling and phagocytosis functions of nonclassical monocytes during metastatic cancer surveillance // J Leukoc Biol. 2020. Vol. 107, N 6. P. 883–892. doi: 10.1002/JLB.4HI0420-098R
  48. Radzyukevich Y.V., Kosyakova N.I., Prokhorenko I.R. Participation of monocyte subpopulations in progression of experimental endotoxemia (EE) and systemic inflammation // J Immunol Res. 2021. Vol. 2021. P. 1762584. doi: 10.1155/2021/1762584
  49. Cormican S., Griffin M.D. Human monocyte subset distinctions and function: insights from gene expression analysis // Front Immunol. 2020. Vol. 11. P. 1070. doi: 10.3389/fimmu.2020.01070
  50. Kapellos T.S., Bonaguro L., Gemünd I., et al. Human monocyte subsets and phenotypes in major chronic inflammatory diseases // Front Immunol. 2019. Vol. 10. P. 2035. doi: 10.3389/fimmu.2019.02035
  51. Lehman N., Kowalska W., Zarobkiewicz M., et al. Pro- vs. Anti-inflammatory features of monocyte subsets in glioma patients // Int J Mol Sci. 2023. Vol. 24, N 3. P. 1879. doi: 10.3390/ijms24031879
  52. Калашникова А.А., Ворошилова Т.М., Чиненова Л.В., и др. Субпопуляции моноцитов у здоровых лиц и у пациентов с сепсисом // Медицинская иммунология. 2018. Т. 20, № 6. С. 815–824 . EDN: YOOZML doi: 10.15789/1563-0625-2018-6-815-824
  53. Sampath P., Moideen K., Ranganathan U.D., Bethunaickan R. Monocyte subsets: phenotypes and function in tuberculosis infection // Front Immunol. 2018. Vol. 9. P. 1726. doi: 10.3389/fimmu.2018.01726
  54. Rambaran S., Maseko T.G., Lewis L., et al. Blood monocyte and dendritic cell profiles among people living with HIV with Mycobacterium tuberculosis co-infection // BMC Immunol. 2023. Vol. 24, N 1. P. 21. doi: 10.1186/s12865-023-00558-z
  55. Zhang M.L., Jiang Y.F., Wang X.R., et al. Different phenotypes of monocytes in patients with new-onset mild acute pancreatitis // World J Gastroenterol. 2017. Vol. 23, N 8. P. 1477–1488. doi: 10.3748/wjg.v23.i8.1477
  56. Zheng J., Fan J., Huang C., et al. Dynamic detection of monocyte subsets in peripheral blood of patients with acute hypertriglyceridemic pancreatitis // Gastroenterol Res Pract. 2019. Vol. 2019. P. 5705782. doi: 10.1155/2019/5705782
  57. Zhang M., Ding L., Wang X., et al. Circulating CD14 + CD163 + CD115 + M2 monocytes are associated with the severity of new onset severe acute pancreatitis in Chinese patients // Int Immunopharmacol. 2018. Vol. 57. P. 181–189. doi: 10.1016/j.intimp.2018.02.018
  58. Grainger J.R., Wohlfert E.A., Fuss I.J., et al. Inflammatory monocytes regulate pathologic responses to commensals during acute gastrointestinal infection // Nat Med. 2013. Vol. 19, N 6. P. 713–721. doi: 10.1038/nm.3189
  59. Yang J., Qiao M., Li Y., et al. Expansion of a population of large monocytes (atypical monocytes) in peripheral blood of patients with acute exacerbations of chronic obstructive pulmonary diseases // Mediators Inflamm. 2018. Vol. 2018. P. 9031452. doi: 10.1155/2018/9031452
  60. Gudenschwager Basso E.K., Ju J., Soliman E., et al. Immunoregulatory and neutrophil-like monocyte subsets with distinct single-cell transcriptomic signatures emerge following brain injury // J Neuroinflammation. 2024. Vol. 21, N 1. P. 41. doi: 10.1186/s12974-024-03032-8
  61. Ikeda N., Kubota H., Suzuki R., et al. The early neutrophil-committed progenitors aberrantly differentiate into immunoregulatory monocytes during emergency myelopoiesis // Cell Rep. 2023. Vol. 42, N 3. P. 112165. doi: 10.1016/j.celrep.2023.112165
  62. Wiencke J.K., Nissen E., Koestler D.C., et al. Enrichment of a neutrophil-like monocyte transcriptional state in glioblastoma myeloid suppressor cells // Res Sq [Preprint]. 2023:rs.3.rs–3793353. doi: 10.21203/rs.3.rs-3793353/v1
  63. Brown B., Ojha V., Fricke I., et al. Innate and adaptive immunity during SARS-CoV-2 infection: biomolecular cellular markers and mechanisms // Vaccines (Basel). 2023. Vol. 11, N 2. P. 408. doi: 10.3390/vaccines11020408
  64. Kudryavtsev I., Rubinstein A., Golovkin A., et al. Dysregulated immune responses in SARS-CoV-2-infected patients: a comprehensive overview // Viruses. 2022. Vol. 14, N 5. P. 1082. doi: 10.3390/v14051082
  65. Zhang D., Guo R., Lei L., et al. Frontline Science: COVID-19 infection induces readily detectable morphologic and inflammation-related phenotypic changes in peripheral blood monocytes // J Leukoc Biol. 2021. Vol. 109, N 1. P. 13–22. doi: 10.1002/JLB.4HI0720-470R
  66. Zhou Z., Ren L., Zhang L., et al. Heightened innate immune responses in the respiratory tract of COVID-19 patients // Cell Host Microbe. 2020. Vol. 27, N 6. P. 883–890.e2. doi: 10.1016/j.chom.2020.04.017
  67. Mann E.R., Menon M., Knight S.B., et al. Longitudinal immune profiling reveals key myeloid signatures associated with COVID -19 // Sci Immunol. 2020. Vol. 5, N 51. P. eabd6197. doi: 10.1126/sciimmunol.abd6197
  68. Giamarellos-Bourboulis E.J., Netea M.G., Rovina N., et al. Complex immune dysregulation in COVID-19 patients with severe respiratory failure // Cell Host Microbe. 2020. Vol. 27, N 6. P. 992–1000.e3 . doi: 10.1016/j.chom.2020.04.009
  69. Kuri-Cervantes L., Pampena M.B., Meng W., et al. Comprehensive mapping of immune perturbations associated with severe COVID-19 // Sci Immunol. 2020. Vol. 5, N 49. P. eabd7114. doi: 10.1126/sciimmunol.abd7114
  70. Arunachalam P.S., Wimmers F., Mok C.K.P., et al. Systems biological assessment of immunity to mild versus severe COVID -19 infection in humans // Science. 2020. Vol. 369, N 6508. P. 1210–1220 . doi: 10.1126/science.abc6261
  71. Guo C., Li B., Ma H., et al. Single-cell analysis of two severe COVID -19 patients reveals a monocyte-associated and tocilizumab-responding cytokine storm // Nat Commun. 2020. Vol. 11, N 1. P. 3924. doi: 10.1038/s41467-020-17834-w
  72. Guilliams M., Mildner A., Yona S. Developmental and functional heterogeneity of monocytes // Immunity. 2018. Vol. 49, N 4. P. 595–613. doi: 10.1016/j.immuni.2018.10.005
  73. Laing A.G., Lorenc A., Del Molino Del Barrio I., et al. A dynamic COVID-19 immune signature includes associations with poor prognosis // Nat Med. 2020. Vol. 26, N 10. P. 1623–1635. doi: 10.1038/s41591-020-1038-6
  74. Wilk A.J., Rustagi A., Zhao N.Q., et al. A single-cell atlas of the peripheral immune response in patients with severe COVID -19 // Nat Med. 2020. Vol. 26, N 7. P. 1070–1076. doi: 10.1038/s41591-020-0944-y
  75. Silvin A., Chapuis N., Dunsmore G., et al. Elevated calprotectin and abnormal myeloid cell subsets discriminate severe from mild COVID-19 // Cell. 2020. Vol. 182, N 6. P. 1401–1418.e18. doi: 10.1016/j.cell.2020.08.002
  76. Chilunda V., Martinez-Aguado P., Xia L.C., et al. Transcriptional changes in CD16 + monocytes may contribute to the pathogenesis of COVID-19 // Front Immunol. 2021. Vol. 12. P. 665773. doi: 10.3389/fimmu.2021.665773
  77. Schulte-Schrepping J., Reusch N., Paclik D., et al. Suppressive myeloid cells are a hallmark of severe COVID-19 // MedRxiv. 2020. doi: 10.1101/2020.06.03.20119818
  78. Gómez-Rial J., Currás-Tuala M.J., Rivero-Calle I., et al. Increased serum levels of sCD14 and sCD163 indicate a preponderant role for monocytes in COVID-19 immunopathology // Front Immunol. 2020. Vol. 11. P. 560381. doi: 10.3389/fimmu.2020.560381
  79. Monneret G., Lepape A., Voirin N., et al. Persisting low monocyte human leukocyte antigen-DR expression predicts mortality in septic shock // Intensive Care Med. 2006. Vol. 32. P. 1175–1183 . doi: 10.1007/s00134-006-0204-8
  80. Bronte V., Brandau S., Chen S.H., et al. Recommendations for myeloid-derived suppressor cell nomenclature and characterization standards // Nat Commun. 2016. Vol. 7, N 1. P. 12150. doi: 10.1038/ncomms12150
  81. Xu G., Qi F., Li H., et al. The differential immune responses to COVID-19 in peripheral and lung revealed by single-cell RNA sequencing // Cell Discov. 2020. Vol. 6, N 1. P. 73. doi: 10.1038/s41421-020-00225-2
  82. Hopkins F.R., Govender M., Svanberg C., et al. Major alterations to monocyte and dendritic cell subsets lasting more than 6 months after hospitalization for COVID-19 // Front Immunol. 2023. Vol. 13. P. 1082912. doi: 10.3389/fimmu.2022.1082912
  83. Ohno Y., Kitamura H., Takahashi N., et al. IL-6 down-regulates HLA class II expression and IL-12 production of human dendritic cells to impair activation of antigen-specific CD4 + T cells // Cancer Immunol Immunother. 2016. Vol. 65. P. 193–204. doi: 10.1007/s00262-015-1791-4
  84. Ивашкин В.Т., Чуланов В.П., Мамонова Н.А., и др. Клинические рекомендации Российского общества по изучению печени, Российской гастроэнтерологической ассоциации, Национального научного общества инфекционистов по диагностике и лечению хронического вирусного гепатита С // Российский журнал гастроэнтерологии, гепатологии, колопроктологии. 2023. Т. 33, № 1. С. 84–124. EDN: IUKGIX doi: 10.22416/1382-4376-2023-33-1-84-124
  85. Tsukanov V.V., Savchenko A.A., Cherepnin M.A., et al. Association of blood NK cell phenotype with the severity of liver fibrosis in patients with chronic viral hepatitis c with genotype 1 or 3 // Diagnostics. 2024. Vol. 14, N 5. P. 472. doi: 10.3390/diagnostics14050472
  86. Lee M.H., Chen Y.T., Huang Y.H., et al. Chronic viral hepatitis B and c outweigh MASLD in the associated risk of cirrhosis and HCC // Clin Gastroenterol Hepatol. 2024. Vol. 22, N 6. P. 1275–1285e2. doi: 10.1016/j.cgh.2024.01.045
  87. Schlaak J.F. Current therapy of chronic viral hepatitis B, C and D // J Pers Med. 2023. Vol. 13, N 6. P. 964. doi: 10.3390/jpm13060964
  88. Chen C., Cai H., Shen J., et al. Exploration of a hypoxia-immune-related microenvironment gene signature and prediction model for hepatitis C-induced early-stage fibrosis // J Transl Med. 2024. Vol. 22, N 1. P. 116. doi: 10.1186/s12967-024-04912-6
  89. Ferrasi A.C., Lima S.V.G., Galvani A.F., et al. Metabolomics in chronic hepatitis C: Decoding fibrosis grading and underlying pathways // World J Hepatol. 2023. Vol. 15, N 11. P. 1237–1249. doi: 10.4254/wjh.v15.i11.1237
  90. Sellau J., Puengel T., Hoenow S., et al. Monocyte dysregulation: consequences for hepatic infections // Semin Immunopathol. 2021. Vol. 43, N 4. P. 493–506. doi: 10.1007/s00281-021-00852-1
  91. Song H., Tan G., Yang Y., et al. Hepatitis B virus-induced imbalance of inflammatory and antiviral signaling by differential phosphorylation of STAT1 in human monocytes // J Immunol. 2019. Vol. 202, N 8. P. 2266–2275. doi: 10.4049/jimmunol.1800848
  92. Geng A., Flint E., Bernsmeier C. Plasticity of monocytes and macrophages in cirrhosis of the liver // Front Netw Physiol. 2022. Vol. 2. P. 937739. doi: 10.3389/fnetp.2022.937739
  93. Tan-Garcia A., Lai F., Sheng Yeong J.P., et al. Liver fibrosis and CD206 + macrophage accumulation are suppressed by anti-GM-CSF therapy // JHEP Rep. 2019. Vol. 2, N 1. P. 100062. doi: 10.1016/j.jhepr.2019.11.006
  94. Riad N.M., AbdEl Ghaffar H.A., Mansour R.R., et al. Clinical significance of evaluation of monocytic receptors in patients with hepatitis c virus infection // Viral Immunol. 2023. Vol. 36, N 7. P. 475–483. doi: 10.1089/vim.2022.0180
  95. Ali F., Hammad R., Kotb F.M., et al. Flow cytometry assessment of monocyte subsets alteration in hepatocellular carcinoma post hepatitis C virus infection // Egypt J Immunol. 2022. Vol. 29, N 4. P. 33–45.
  96. Леплина О.Ю., Тихонова М.А., Меледина И.В., и др. Субпопуляции циркулирующих моноцитов как потенциальные биомаркеры тяжести заболевания у больных вирусным циррозом печени // Инфекция и иммунитет. 2022, Т. 12, № 3. C. 475–485. EDN: EPFQUA doi: 10.15789/2220-7619-CMS-1810
  97. Hernández-Sarmiento L.J., Valdés-López J.F., Urcuqui-Inchima S. American-Asian- and African lineages of Zika virus induce differential pro-inflammatory and Interleukin 27-dependent antiviral responses in human monocytes // Virus Res. 2023. Vol. 325. P. 199040. doi: 10.1016/j.virusres.2023.199040
  98. Michlmayr D., Andrade P., Gonzalez K., et al. CD14 + CD16 + monocytes are the main target of Zika virus infection in peripheral blood mononuclear cells in a paediatric study in Nicaragua // Nat Microbiol. 2017. Vol. 2, N 11. P. 1462–1470. doi: 10.1038/s41564-017-0035-0
  99. Serman T.M., Gack M.U. Evasion of innate and intrinsic antiviral pathways by the Zika virus // Viruses. 2019. Vol. 11, N 10. P. 970. doi: 10.3390/v11100970
  100. Савченко А.А., Мартынова Г.П., Иккес Л.А., и др. Изменение субпопуляционного состава и фагоцитарной активности моноцитов у детей с инфекционным мононуклеозом при воздействии GM-CSF in vitro // Инфекция и иммунитет. 2023. Т. 13, № 3. C. 446–456. EDN: OITDKO doi: 10.15789/2220-7619-CII-4666
  101. Jog N.R., Chakravarty E.F., Guthridge J.M., James J.A. Epstein barr virus interleukin 10 suppresses anti-inflammatory phenotype in human monocytes // Front Immunol. 2018. Vol. 9. P. 2198. doi: 10.3389/fimmu.2018.02198
  102. Xu X., Zhu N., Zheng J., et al. EBV abortive lytic cycle promotes nasopharyngeal carcinoma progression through recruiting monocytes and regulating their directed differentiation // PLoS Pathog. 2024. Vol. 20, N 1. P. e1011934. doi: 10.1371/journal.ppat.1011934
  103. Chen M., Yu S., Gao Y., et al. TRAF6-TAK1-IKKβ pathway mediates TLR2 agonists activating “one-step” NLRP3 inflammasome in human monocytes // Cytokine. 2023. Vol. 169. P. 156302. doi: 10.1016/j.cyto.2023.156302
  104. Dimitrov E., Halacheva K., Minkov G., et al. Prediction of outcome using CD14 ++ CD16 – , CD14 ++ CD16 + and CD14 + CD16 ++ monocyte subpopulations in patients with complicated intra-abdominal infections // Med Microbiol Immunol. 2023. Vol. 212, N 5. P. 381–390. doi: 10.1007/s00430-023-00779-4
  105. Lauvau G., Loke P., Hohl T.M. Monocyte-mediated defense against bacteria, fungi, and parasites // Semin Immunol. 2015. Vol. 27, N 6. P. 397–409. doi: 10.1016/j.smim.2016.03.014
  106. Cloots R.H., Sankaranarayanan S., de Theije C.C., et al. Ablation of Arg1 in hematopoietic cells improves respiratory function of lung parenchyma, but not that of larger airways or inflammation in asthmatic mice // Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 2013. Vol. 305, N 5. P. L364–3L76. doi: 10.1152/ajplung.00341.2012
  107. Hoenow S., Yan K., Noll J., et al. The properties of proinflammatory Ly6Chi monocytes are differentially shaped by parasitic and bacterial liver infections // Cells. 2022. Vol. 11, N 16. P. 2539. doi: 10.3390/cells11162539
  108. Andrade-Oliveira V., Foresto-Neto O., Watanabe I.K.M., et al. Inflammation in renal diseases: new and old players // Front Pharmacol. 2019. Vol. 10. P. 1192. doi: 10.3389/fphar.2019.01192
  109. Biram A., Liu J., Hezroni H., et al. Bacterial infection disrupts established germinal center reactions through monocyte recruitment and impaired metabolic adaptation // Immunity. 2022. Vol. 55, N 3. P. 442–458.e8. doi: 10.1016/j.immuni.2022.01.013
  110. Park M.Y., Kim H.S., Jeong Y.S., et al. Novel Sca-1 + macrophages modulate the pathogenic progress of endotoxemia // Biochem Biophys Res Commun. 2020. Vol. 533, N 1. P. 83–89. doi: 10.1016/j.bbrc.2020.08.118
  111. Popescu M., Cabrera-Martinez B., Winslow G.M. TNF-α contributes to lymphoid tissue disorganization and germinal center B Cell suppression during intracellular bacterial infection // J Immunol. 2019. Vol. 203, N 9. P. 2415–2424. doi: 10.4049/jimmunol.1900484
  112. Wang G., Zhao H., Zheng B., et al. TLR2 promotes monocyte/macrophage recruitment into the liver and microabscess formation to limit the spread of Listeria monocytogenes // Front Immunol. 2019. Vol. 10. P. 1388. doi: 10.3389/fimmu.2019.01388
  113. McLaughlin P.A., Bettke J.A., Tam J.W., et al. Inflammatory monocytes provide a niche for Salmonella expansion in the lumen of the inflamed intestine // PLoS Pathog. 2019. Vol. 15, N 7. P. e1007847. doi: 10.1371/journal.ppat.1007847
  114. Shima Y., Masuda T., Miwa N., et al. Monocytes predict prognosis and successful treatment in older patients with miliary tuberculosis // J Clin Tuberc Other Mycobact Dis. 2024. Vol. 35. P. 100437. doi: 10.1016/j.jctube.2024.100437
  115. Luo M., Zou X., Zeng Q., et al. Monocyte at diagnosis as a prognosis biomarker in tuberculosis patients with anemia // Front Med (Lausanne). 2023. Vol. 10. P. 1141949. doi: 10.3389/fmed.2023.1141949
  116. Wang W., Wang L.F., Liu Y.Y., et al. Value of the ratio of monocytes to lymphocytes for monitoring tuberculosis therapy // Can J Infect Dis Med Microbiol. 2019. Vol. 2019. P. 3270393. doi: 10.1155/2019/3270393
  117. Rao Muvva J., Parasa V.R., Lerm M., et al. Polarization of human monocyte-derived cells with vitamin D promotes control of Mycobacterium tuberculosis infection // Front Immunol. 2020. Vol. 10. P. 3157. doi: 10.3389/fimmu.2019.03157
  118. Venet F., Demaret J., Gossez M., Monneret G. Myeloid cells in sepsis-acquired immunodeficiency // Ann N Y Acad Sci. 2021. Vol. 1499, N 1. P. 3–17. doi: 10.1111/nyas.14333
  119. Passos S., Carvalho L.P., Costa R.S., Campos T.M. Intermediate monocytes contribute to pathologic immune response in Leishmania braziliensis infections // J Infect Dis. 2015;211(2):274–282 . doi: 10.1093/infdis/jiu439
  120. Fingerle G., Pforte A., Passlick B., Blumenstein M. The novel subset of CD14 + /CD16 + blood monocytes is expanded in sepsis patients // Blood. 1993. Vol. 82, N 10. P. 3170–3176. doi: 10.1182/blood.V82.10.3170.3170
  121. Herra C.M., Keane C.T., Whelan A. Increased expression of Fcγ receptors on neutrophils and monocytes may reflect ongoing bacte-rial infection // J Med Microbiol. 1996. Vol. 44. P. 135–140. doi: 10.1099/00222615-44-2-135
  122. Nockher W.A., Scherberich J.E. Expanded CD14 + CD16 + monocyte subpopulation in patients with acute and chronic infectionsundergoing hemodialysis // Infect Immun. 1998. Vol. 66. P. 2782–2790. doi: 10.1128/iai.66.6.2782-2790.1998
  123. Liepelt A., Hohlstein P., Gussen H., Differential gene expression in circulating CD14( + ) monocytes indicates the prognosis of critically Ill patients with sepsis // J Clin Med. 2020. Vol. 9, N 1. P. 127. doi: 10.3390/jcm9010127
  124. Mukherjee R., Kanti Barman P., Kumar Thatoi P., Tripathy R. Non-Classical monocytes display inflammatory features: Validation in sepsis and systemic lupus erythematous // Sci Rep. 2015. Vol. 5. P. 13886. doi: 10.1038/srep13886
  125. Chung H., Lee J.H., Jo YH., et al. Circulating monocyte counts and its impact on outcomes in patients with severe sepsis including septic shock // Shock. 2019. Vol. 51, N 4. P. 423–429. doi: 10.1097/SHK.0000000000001193
  126. Ferreira da Mota N.V., Brunialti M.K., Santos S.S. Immunophenotyping of monocytes during human sepsis shows impairment in antigen presentation // Shock. 2018. Vol. 50, N 3. P. 293–300. doi: 10.1097/SHK.0000000000001078
  127. Skrzeczynska J., Kobylarz K., Hartwich Z., Zembala M. CD14 + CD16 + monocytes in the course of sepsis in neonates and small children: monitoring and functional studies // Scand J Immunol. 2002. Vol. 55. P. 629–638. doi: 10.1046/j.1365-3083.2002.01092.x
  128. Hortová-Kohoutková M., Lázničková P., Bendíčková K., et al. Differences in monocyte subsets are associated with short-term survival in patients with septic shock // J Cell Mol Med. 2020. Vol. 24, N 21. P. 12504–1251. doi: 10.1111/jcmm.15791
  129. Лазанович В.А., Маркелова Е.В., Смирнов Г.А., Павлов В.А. TOLL-рецепторы на моноцитах и их клиническая значимость у пациентов с сепсисом // Российский иммунологический журнал. 2014. Т. 8, № 3(17). С. 825–828. EDN: TFFUCD
  130. Лазанович В.А., Маркелова Е.В., Караулов А.В. Клиническая значимость экспрессии TLR2, TLR4 на клетках миелоидного ряда и сывороточного уровня цитокинов у пациентов с сепсисом // Иммунопатология, аллергология, инфектология. 2015. № 2. С. 71–76. EDN: VAOEDR doi: 10.14427/jipai.2015.2.71
  131. Greco M., Mazzei A., Palumbo C., et al. Flow cytometric analysis of monocytes polarization and reprogramming from inflammatory to immunosuppressive phase during sepsis // EJIFCC. 2019. Vol. 30, N 4. P. 371–384.
  132. Ziegler-Heitbrock L. The CD14 + CD16 + blood monocytes: their role ininfection and inflammation // J Leukoc Biol. 2007. Vol. 81, N 3. P. 584–592. doi: 10.1189/jlb.0806510
  133. Belge K.U., Dayyani F., Horelt A., Siedlar M. The proinflammatory CD14 + CD16 + DR ++ monocytes are a major source of TNF // J Immunol. 2002. Vol. 168. P. 3536–3542. doi: 10.4049/jimmunol.168.7.3536
  134. Mizuno K., Toma T., Tsukiji H., et al. Selective expansion of CD16highCCR2 – subpopulation of circulating monocytes with preferential production of haem oxygenase (HO)-1 in response to acute inflammation // Clin Exp Immunol. 2005. Vol. 142. P. 461–470 . doi: 10.1111/j.1365-2249.2005.02932.x
  135. Kamińska J., Lisowska A., Koper-Lenkiewicz O.M., Mikłasz P. Differences in monocyte subsets and monocyte-platelet aggregates in acute myocardial infarction-preliminary results // Am J Med Sci. 2019. Vol. 357, N 5. P. 421–434. doi: 10.1016/j.amjms.2019.02.010

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать

© Эко-Вектор, 2024



Согласие на обработку персональных данных с помощью сервиса «Яндекс.Метрика»

1. Я (далее – «Пользователь» или «Субъект персональных данных»), осуществляя использование сайта https://journals.rcsi.science/ (далее – «Сайт»), подтверждая свою полную дееспособность даю согласие на обработку персональных данных с использованием средств автоматизации Оператору - федеральному государственному бюджетному учреждению «Российский центр научной информации» (РЦНИ), далее – «Оператор», расположенному по адресу: 119991, г. Москва, Ленинский просп., д.32А, со следующими условиями.

2. Категории обрабатываемых данных: файлы «cookies» (куки-файлы). Файлы «cookie» – это небольшой текстовый файл, который веб-сервер может хранить в браузере Пользователя. Данные файлы веб-сервер загружает на устройство Пользователя при посещении им Сайта. При каждом следующем посещении Пользователем Сайта «cookie» файлы отправляются на Сайт Оператора. Данные файлы позволяют Сайту распознавать устройство Пользователя. Содержимое такого файла может как относиться, так и не относиться к персональным данным, в зависимости от того, содержит ли такой файл персональные данные или содержит обезличенные технические данные.

3. Цель обработки персональных данных: анализ пользовательской активности с помощью сервиса «Яндекс.Метрика».

4. Категории субъектов персональных данных: все Пользователи Сайта, которые дали согласие на обработку файлов «cookie».

5. Способы обработки: сбор, запись, систематизация, накопление, хранение, уточнение (обновление, изменение), извлечение, использование, передача (доступ, предоставление), блокирование, удаление, уничтожение персональных данных.

6. Срок обработки и хранения: до получения от Субъекта персональных данных требования о прекращении обработки/отзыва согласия.

7. Способ отзыва: заявление об отзыве в письменном виде путём его направления на адрес электронной почты Оператора: info@rcsi.science или путем письменного обращения по юридическому адресу: 119991, г. Москва, Ленинский просп., д.32А

8. Субъект персональных данных вправе запретить своему оборудованию прием этих данных или ограничить прием этих данных. При отказе от получения таких данных или при ограничении приема данных некоторые функции Сайта могут работать некорректно. Субъект персональных данных обязуется сам настроить свое оборудование таким способом, чтобы оно обеспечивало адекватный его желаниям режим работы и уровень защиты данных файлов «cookie», Оператор не предоставляет технологических и правовых консультаций на темы подобного характера.

9. Порядок уничтожения персональных данных при достижении цели их обработки или при наступлении иных законных оснований определяется Оператором в соответствии с законодательством Российской Федерации.

10. Я согласен/согласна квалифицировать в качестве своей простой электронной подписи под настоящим Согласием и под Политикой обработки персональных данных выполнение мною следующего действия на сайте: https://journals.rcsi.science/ нажатие мною на интерфейсе с текстом: «Сайт использует сервис «Яндекс.Метрика» (который использует файлы «cookie») на элемент с текстом «Принять и продолжить».