Использование клеточной линии HEK 293T в качестве активатора пролиферации NK-клеток в контексте разработки CAR-NK-терапии
- Авторы: Фёдорова П.О.1,2,3, Чикилева И.О.3, Киселевский М.В.3
-
Учреждения:
- ФГАОУ ВО Первый МГМУ им. И.М. Сеченова Минздрава России (Сеченовский Университет)
- ФГБНУ Научно-исследовательский институт вакцин и сывороток им. И.И. Мечникова
- Научно-исследовательский институт экспериментальной диагностики и терапии опухолей ФГБУ Национальный медицинский исследовательский центр онкологии им. Н.Н. Блохина Минздрава России
- Выпуск: Том 15, № 5 (2025)
- Страницы: 855-870
- Раздел: ОРИГИНАЛЬНЫЕ СТАТЬИ
- URL: https://bakhtiniada.ru/2220-7619/article/view/380205
- DOI: https://doi.org/10.15789/2220-7619-CNT-17941
- ID: 380205
Цитировать
Полный текст
Аннотация
На сегодняшний день для лечения онкологических заболеваний активно разрабатываются клеточные продукты на основе лимфоцитов, экспрессирующих химерный рецептор антигена (CAR). Так как для инфузии пациенту требуется большое количество CAR-лимфоцитов, при их получении обязательно проводится этап обогащения данных иммунных клеток. Наиболее часто в методиках для эффективной экспансии NK-клеток применяют аллогенные фидерные клетки, при контакте с которыми иммунные клетки вступают в пролиферацию. Наиболее часто в исследовательских целях различных направлений используется клеточная линия почек эмбриона человека, содержащая Т-антиген SV40 (HEK 293T), поскольку она с легкостью поддается генетическим модификациям. Высокая эффективность проводимой трансдукции указывает на потенциальную возможность модификации клеток HEK 293T с целью экспрессии опухолевых антигенов или провоспалительных цитокинов, что может быть использовано для активации и обогащения NK-клеток. В данной работе проводилась оценка воздействия немодифицированной культуры клеток HEK 293T на цитотоксичность и экспрессию активационных маркеров NK- и NKT-клеток в режиме длительного культивирования в присутствии необлученных аутологичных фидерных клеток. В исследовании использовали мононуклеарные клетки периферической крови здоровых доноров-добровольцев. Стимуляцию пролиферации проводили с помощью антител к CD3- и CD28-рецепторам или обработанной митомицином С культуры клеток HEK 293T. Пролиферацию клеток оценивали путем прямого подсчета их количества в присутствии красителя трипанового синего. Цитотоксичность определяли на культурах-мишенях HG3, T47D-HER2+, K562. Для анализа экспрессии поверхностных рецепторов проводили проточную цитометрию с помощью меченых моноклональных антител. Было предложено четыре различных способа активации лимфоцитов с помощью HEK 293T. Мы обнаружили, что при использовании клеточной линии HEK 293T при всех режимах активации наблюдалось увеличение доли CD3–CD56+клеток в популяции, а также повышенная экспрессия активационных маркеров NK-клеток — NKp30 и NKG2D, кроме того, возрастала доля CD16+ и CD3+CD4+ лимфоцитов относительно активации только моноклональными антителами. Из предложенных вариантов соинкубации лимфоцитов с фидерными клетками HEK 293T наиболее эффективное обогащение NK-клеток было описано для протокола, предусматривающего использование клеточной линии HEK 293T однократно перед началом инкубации без дополнительной стимуляции пролиферации с помощью моноклональных антител. Такой вариант приводил к увеличению доли CD56+ лимфоцитов до 60% уже на 4-й день культивирования. Таким образом, клетки линии HEK 293T стимулируют деление NK-клеток, следовательно, могут быть использованы в качестве фидерных клеток при разработке CAR-NK-клеточного продукта. Поскольку HEK 293T легко поддается генетическим модификациям, то в дальнейшем возможно создание модифицированной культуры HEK 293T, способной обогащать популяцию NK-клеток с большей эффективностью.
Об авторах
Полина Олеговна Фёдорова
ФГАОУ ВО Первый МГМУ им. И.М. Сеченова Минздрава России (Сеченовский Университет); ФГБНУ Научно-исследовательский институт вакцин и сывороток им. И.И. Мечникова; Научно-исследовательский институт экспериментальной диагностики и терапии опухолей ФГБУ Национальный медицинский исследовательский центр онкологии им. Н.Н. Блохина Минздрава России
Автор, ответственный за переписку.
Email: ppolite@mail.ru
ORCID iD: 0000-0001-7478-8783
ассистент кафедры микробиологии, вирусологии и иммунологии, младший научный сотрудник лаборатории прикладной вирусологии, лаборант-исследователь лаборатории клеточного иммунитета
Россия, Москва; Москва; МоскваИ. О. Чикилева
Научно-исследовательский институт экспериментальной диагностики и терапии опухолей ФГБУ Национальный медицинский исследовательский центр онкологии им. Н.Н. Блохина Минздрава России
Email: irinatchikileva@mail.ru
ORCID iD: 0000-0003-0769-1695
SPIN-код: 3649-7321
к.б.н., старший научный сотрудник лаборатории клеточного иммунитета
Россия, МоскваМ. В. Киселевский
Научно-исследовательский институт экспериментальной диагностики и терапии опухолей ФГБУ Национальный медицинский исследовательский центр онкологии им. Н.Н. Блохина Минздрава России
Email: kisele@inbox.ru
ORCID iD: 0000-0002-0132-167X
SPIN-код: 8687-2387
д.м.н., профессор, зав. лабораторией клеточного иммунитета
Россия, МоскваСписок литературы
- Гельм Ю.В., Пасова И.А., Гривцова Л.Ю., Константинова Т.В., Михайловский Н.В., Рыбачук В.А., Абакушина Е.В., Иванов С.А., Каприн А.Д. Опыт культивирования NK-клеток человека с фидерными клетками in vitro // Медицинская иммунология. 2022. Т. 24, № 3. С. 481–490. [Gelm Yu.V., Pasova I.A., Grivtsova L.Yu., Konstantinova T.V., Mikhaylovsky N.V., Rybachuk V.A., Abakushina E.V., Ivanov S.A., Kaprin A.D. In vitro experience of human natural killer cell culture with feeder cells. Meditsinskaya immunologiya = Medical Immunology (Russia), 2022, vol. 24, no. 3, pp. 481–490. (In Russ.)] doi: 10.15789/1563-0625-IVE-2481
- Bae D.S., Lee J.K. Development of NK cell expansion methods using feeder cells from human myelogenous leukemia cell line. Blood Res., 2014, vol. 49, no. 3, pp. 154–161. doi: 10.5045/br.2014.49.3.154
- Bihl F., Germain C., Luci C., Braud V.M. Mechanisms of NK cell activation: CD4(+) T cells enter the scene. Cell. Mol. Life Sci., 2011, vol. 68, no. 21, pp. 3457–3467. doi: 10.1007/s00018-011-0796-1
- Chohan K.L., Siegler E.L., Kenderian S.S. CAR-T cell therapy: the efficacy and toxicity balance. Curr. Hematol. Malig. Rep., 2023, vol. 18, no. 2, pp. 9–18. doi: 10.1007/s11899-023-00687-7
- Choi G., Shin G., Bae S. Price and prejudice? the value of chimeric antigen receptor (CAR) T-cell therapy. Int. J. Environ. Res. Public Health, 2022, vol. 19, no. 19: e12366. doi: 10.3390/ijerph191912366
- Exley M.A., Lynch L., Varghese B., Nowak M., Alatrakchi N., Balk S.P. Developing understanding of the roles of CD1d-restricted T cell subsets in cancer: reversing tumor-induced defects. Clin. Immunol., 2011, vol. 140, no. 2, pp. 184–195. doi: 10.1016/j.clim.2011.04.017
- Gao Y., Bergman I. Anti-tumor memory CD4 and CD8 T-cells quantified by bulk T-cell receptor (TCR) clonal analysis. Front. Immunol., 2023, vol. 14: e1137054. doi: 10.3389/fimmu.2023.1137054
- Gómez García L.M., Escudero A., Mestre C., Fuster Soler J.L., Martínez A.P., Vagace Valero J.M. Phase 2 clinical trial of infusing haploidentical K562-mb15-41BBL-activated and expanded natural killer cells as consolidation therapy for pediatric acute myeloblastic leukemia. Clin. Lymphoma Myeloma Leuk., 2021, vol. 21, no. 5, pp. 328–337. doi: 10.1016/j.clml.2021.01.013
- Gong Y., Klein Wolterink R.G.J., Wang J. Chimeric antigen receptor natural killer (CAR-NK) cell design and engineering for cancer therapy. J. Hematol. Oncol., 2021, vol. 14: e73. doi: 10.1186/s13045-021-01083-5
- Gurney M., Kundu S., Pandey S., O’Dwyer M. Feeder cells at the interface of natural killer cell activation, expansion and gene editing. Front. Immunol., 2022, vol. 13: e802906. doi: 10.3389/fimmu.2022.802906
- Hasan A.N., Selvakumar A., Shabrova E., Liu X.R., Afridi F., Heller G., Riviere I., Sadelain M., Dupont B., O’Reilly R.J. Soluble and membrane-bound interleukin-15 Rα/IL-15 complexes mediate proliferation of high-avidity central memory CD8+ T cells for adoptive immunotherapy of cancer and infections. Clin. Exp. Immunol., 2016, vol. 186, no. 2, pp. 249–265. doi: 10.1111/cei.12816
- He X., He Q., Yu W., Huang J., Yang M., Chen W., Han W. Optimized protocol for high-titer lentivirus production and transduction of primary fibroblasts. J. Basic Microbiol., 2021, vol. 61, no. 5, pp. 430–442. doi: 10.1002/jobm.202100008
- Liu Y., Liu Z., Yang Y., Cui J., Sun J., Liu Y. The prognostic and biology of tumour-infiltrating lymphocytes in the immunotherapy of cancer. Br. J. Cancer, 2023, vol. 129, no. 7, pp. 1041–1049. doi: 10.1038/s41416-023-02321-y
- Lowe D.B., Shearer M.H., Jumper C.A., Bright R.K., Kennedy R.C. Tumor immunity against a simian virus 40 oncoprotein requires CD8+ T lymphocytes in the effector immune phase. J. Virol., 2010, vol. 84, no. 2, pp. 883–893. doi: 10.1128/JVI.01512-09
- Lowry L.E., Zehring W.A. Potentiation of natural killer cells for cancer immunotherapy: a review of literature. Front. Immunol., 2017, vol. 8: e1061. doi: 10.3389/fimmu.2017.01061
- Lu H., Zhao X., Li Z., Hu Y., Wang H. From CAR-T cells to CAR-NK cells: a developing immunotherapy method for hematological malignancies. Front. Oncol., 2021, vol. 11: e720501. doi: 10.3389/fonc.2021.720501
- Malm M., Saghaleyni R., Lundqvist M. Evolution from adherent to suspension: systems biology of HEK293 cell line development. Sci. Rep., 2020, vol. 10: e18996. doi: 10.1038/s41598-020-76137-8
- Mazinani M., Rahbarizadeh F. New cell sources for CAR-based immunotherapy. Biomark. Res., 2023, vol. 11: e49. doi: 10.1186/s40364-023-00482-9
- Muñoz Builes M., Vela Cuenca M., Fuster Soler J.L., Astigarraga I., Pascual Martínez A., Vagace Valero J.M. Study protocol for a phase II, multicentre, prospective, non-randomised clinical trial to assess the safety and efficacy of infusing allogeneic activated and expanded natural killer cells as consolidation therapy for paediatric acute myeloblastic leukaemia. BMJ Open, 2020, vol. 10, no. 1: e029642. doi: 10.1136/bmjopen-2019-029642
- Ojo E.O., Sharma A.A., Liu R., Moreton S., Checkley-Luttge M.A., Gupta K. Membrane bound IL-21 based NK cell feeder cells drive robust expansion and metabolic activation of NK cells. Sci. Rep., 2019, vol. 9: e14916. doi: 10.1038/s41598-019-51287-6
- Palen K., Zurko J., Johnson B.D., Hari P., Shah N.N. Manufacturing chimeric antigen receptor T cells from cryopreserved peripheral blood cells: time for a collect-and-freeze model? Cytotherapy, 2021, vol. 23, no. 11, pp. 985–990. doi: 10.1016/j.jcyt.2021.07.015
- Pampusch M.S., Haran K.P., Hart G.T., Rakasz E.G., Rendahl A.K., Berger E.A., Connick E., Skinner P.J. Rapid transduction and expansion of transduced T cells with maintenance of central memory populations. Mol. Ther. Methods Clin. Dev., 2019, vol. 16, pp. 1–10. doi: 10.1016/j.omtm.2019.09.007
- Phan M.T., Kim J., Koh S.K., Lim Y., Yu H., Lee M. Selective expansion of NKG2C+ adaptive NK cells using K562 cells expressing HLA-E. Int. J. Mol. Sci., 2022, vol. 23, no. 16: e9426. doi: 10.3390/ijms23169426
- Reus J.B., Trivino-Soto G.S., Wu L.I., Kokott K., Lim E.S. SV40 large T antigen is not responsible for the loss of STING in 293T cells but can inhibit cGAS-STING interferon induction. Viruses, 2020, vol. 12, no. 2: e137. doi: 10.3390/v12020137
- Rölle A., Pollmann J., Ewen E., Le V.T.K., Halenius A., Hengel H. IL-12-producing monocytes and HLA-E control HCMV-driven NKG2C+ NK cell expansion. J. Clin. Invest., 2014, vol. 124, no. 12, pp. 5305–5316. doi: 10.1172/JCI77440
- Scarrott J.M., Johari Y.B., Pohle T.H., Liu P., Mayer A., James D.C. Increased recombinant adeno-associated virus production by HEK293 cells using small molecule chemical additives. Biotechnol. J., 2023, vol. 18, no. 3: e2200450. doi: 10.1002/biot.202200450
- Schietinger A., Philip M., Krisnawan V.E., Chiu E.Y., Delrow J.J., Basom R.S., Lauer P., Brockstedt D.G., Knoblaugh S.E., Hämmerling G.J., Schell T.D., Garbi N., Greenberg P.D. Tumor-specific T cell dysfunction is a dynamic antigen-driven differentiation program initiated early during tumorigenesis. Immunity, 2016, vol. 45, no. 2, pp. 389–401. doi: 10.1016/j.immuni.2016.07.011
- Schmid H., Schneidawind C., Jahnke S., Kettemann F., Secker K.-A., Duerr-Stoerzer S., Keppeler H., Kanz L., Savage P.B., Schneidawind D. Culture-expanded human invariant natural killer T cells suppress T-cell alloreactivity and eradicate leukemia. Front. Immunol., 2018, vol. 9: e1817. doi: 10.3389/fimmu.2018.01817
- Shah N., Li L., McCarty J., Kaur I., Yvon E., Shaim H. Phase I study of cord blood-derived natural killer cells combined with autologous stem cell transplantation in multiple myeloma. Br. J. Haematol., 2017, vol. 177, no. 3, pp. 457–466. doi: 10.1111/bjh.14570
- Tian G., Barragán G.A., Yu H., Martinez-Amador C., Adaikkalavan A., Rios X., Guo L., Drabek J.M., Pardias O., Xu X., Montalbano A., Zhang C., Li Y., Courtney A.N., Di Pierro E.J., Metelitsa L.S. PRDM1 is a key regulator of the natural killer T-cell central memory program and effector function. Cancer Immunol Res., 2025, vol. 13, no. 1, pp. 1–12. doi: 10.1158/2326-6066.CIR-24-0259
- Wang C., Li N., Li Y., Hou S., Zhang W., Meng Z., Wang S., Jia Q., Tan J., Wang R., Zhang R. Engineering a HEK-293T exosome-based delivery platform for efficient tumor-targeting chemotherapy/internal irradiation combination therapy. J. Nanobiotechnology, 2022, vol. 20, no. 1: 247. doi: 10.1186/s12951-022-01462-1
- Wasylishen A.R., Lozano G. Attenuating the p53 pathway in human cancers: many means to the same end. Cold Spring Harb. Perspect. Med., 2016, vol. 6, no. 8: e026211. doi: 10.1101/cshperspect.a026211
Дополнительные файлы

