Study of Na+/K+-ATPase and Components of the Ca2+-transporting System in Myocardium under Experimental Prediabetes and Type 1 Diabetes in Rats

Толық мәтін

ВВЕДЕНИЕ

Диабетическая кардиомиопатия (ДКМ) является одним из осложнений сахарного диабета (СД), ведущим к высокой смертности среди пациентов. Молекулярные механизмы патогенеза ДКМ в полной мере не исследованы. Ранее показано участие Na⁺/К⁺-АТФазы и компонентов Са²⁺-транспортирующей системы в кардиомиоцитах в развитии ДКМ.

Na⁺/K⁺-АТФаза – ионный транспортер, ответственный за поддержание высоких натриевого и калиевого градиентов на плазматической мембране эукариотических клеток. Для кардиомиоцитов как клеток с активным электрогенезом, функция Na⁺/K⁺-АТФазы критически значима. В особенности это относится к контролю натриевого градиента, который определяет порог возбудимости клетки, скорость распространения и амплитуду потенциала действия, и активность множества вторичных транспортных систем, в первую очередь натрий-кальциевого обменника и глюкозных транспортеров – важных для регуляции внутриклеточного кальция и механизмов клеточной энергетики. В кардиомиоцитах сердца крысы экспрессируются две изоформы Na⁺/K⁺-АТФаза: α1 – универсальная, присутствует во всех компартментах плазматической мембраны кардиомиоцитов; α2 – локализуется в t-трубочках, где количество мест этого транспортера контролируется инсулином [1, 2].

В процесс сопряжения возбуждения и сокращения кардиомиоцитов вовлечен комплекс белков, регулирующих уровень внутриклеточного Са²⁺. Саркоплазматическая Ca²⁺-АТФаза (SERCA2), кодируемая специфичным для миокарда геном Atp2a2, выводит Са²⁺ из цитозоля, способствуя расслаблению кардиомиоцитов. Инсулин регулирует SERCA2 в скелетных мышцах и в миокарде путем прямого контакта С-концевого домена SERCA2 с белками-субстратами инсулинового рецептора [3]. Снижение экспрессии или потеря функциональной активности данного транспортера может изменить Са²⁺-волны, что станет триггером для развития сердечной недостаточности. Кроме того, снижение активности SERCA2 понижает возврат Ca²⁺ в саркоплазматический ретикулум, что уменьшает уровень Ca²⁺, доступного для следующего сердечного цикла сокращения-релаксации, и понижает сократительную способности миокарда [4]. Этот патогенный механизм лежит в основе развития ДКМ, которая на ранних стадиях проявляется диастолической дисфункцией сердца, а позже – систолической дисфункцией.

Известно, что реполяризация кардиомиоцитов определяется в значительной степени активностью калиевых каналов. Однако стоит отметить, что экспрессия каналов и вклад токов через них зависит от периода развития животного [5]. Ранее в наших исследованиях [6] у диабетических крыс было показано статистически значимое возрастание QT-интервала и значения QTc на 23 и 11% соответственно. Эти изменения имеют важное диагностическое значение для изучение диабетической кардиомиопатии и согласуются с данными литературы по исследованию ЭКГ у пациентов с СД 1-го типа (СД1) [7, 8]. У кроликов в условиях аллоксан-индуцированного СД1 также выявлено увеличение QT интервала [9]. Значимый вклад в изменение показателей ЭКГ, в частности, интервала QT, как при СД1, так при СД2, вносят каналы Kv 2.1 и Kv 7.1 [10, 11]. Локализация каналов Kv 2.1 в миоцитах желудочков взрослой крысы впервые описана в работе O’Connell с соавт. [12]. Показано, что все подтипы Kv7 каналов присутствуют в миоцитах крыс Wistar [13, 14]. Через 14 дней после индукции СД1 стрептозотоцином (STZ) у крыс в левых желудочках сердца содержание белков Kv2.1 и Kv4.2 и Kv4.3 и экспрессия мРНК соответствующих генов значительно снижаются [15]. Также показано, что после инфаркта миокарда у крыс снижена плотность белка Kv 2.1 и экспрессия мРНК соответствующего гена [16], а у крыс с сердечной недостаточностью, вызванной перевязкой проксимального отдела левой коронарной артерии, экспрессия каналов Kv 2.1 и Kv 7.1 возрастает в синоатриальном узле [17]. Таким образом, имеющиеся данные неоднозначны относительно вклада токов Iss в развитие в сердечной недостаточности и ДКМ.

Ранее, исследуя роль К⁺-каналов в патогенезе сердечных нарушений в условиях СД [18], мы пришли к заключению, что в кардиомиоцитах крыс через две недели после введения STZ фаза следовой гиперполяризации, отчетливо выраженная в большинстве потенциалов действия, обусловлена возрастанием активности АТФ-зависимых К⁺-каналов (Kir6.x). Другими авторами в миоцитах крыс показана стимулируемая сахарозой экспрессия гена канала Kir6.1 [19].

Суммируя вышеизложенное, можно утверждать, что дефицит инсулина при СД1 ослабляет сигнальные каскады гормона в мышцах, в том числе в миокарде [20, 21]. Обращает внимание тот факт, что, как показано нами ранее [22], для нормализации действия инсулина в мышцах недостаточно устранения дефицита гормона путем инсулинотерапии, и, очевидно, что молекулярные инсулин-зависимые сигнальные каскады в мышцах претерпевают более глубокие молекулярные перестройки, которые недостаточно изучены на данный момент. Целью исследования было изучение экспрессии и активности Na⁺/К⁺-АТФазы компонентов Са²⁺-транспортирующей системы (SERCA2) и калиевых каналов в миокарде самцов крыс на модели индуцированного стрептозотоцином преддиабета и явного СД1.

МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

Экспериментальные животные. Исследования проводили на самцах крыс Вистар массой тела 240–260 г на начало эксперимента. Развитие СД индуцировали однократным в/б введением стрептозотоцина (STZ, Sigma, США) в дозе 30–35 мг/кг. Животным контрольной группы (С, n = 13) вводили цитратный буфер (pH 4.6) в эквивалентном объёме. Крыс с уровнем глюкозы выше 11 мМ считали диабетическими (STZ-D1 группа, n = 16), с умеренной гипергликемией (7.8–11 мМ) – преддиабетическими (preSTZ-D1 группа, n = 9), в соответствии с принятыми клиническими критериями преддиабета, удовлетворяющими экспериментальную модель [23]. Количество животных преддиабетических и диабетических при дозе STZ 30 мг/мл составляло 40 и 60%, при дозе 35 мг/кг – 30 и 70% соответственно. Уровень глюкозы измеряли с помощью тест-полосок One Touch Ultra (США) и глюкометра фирмы Life Scan Johnson & Johnson (Дания). Забор левых желудочков (ЛЖ) сердца проводили через 4 недели после инъекции STZ. Животных выводили из эксперимента декапитацией после анестезии хлоралгидратом (в/б, в дозе 400 мг/кг). Ткань хранили при –80 °C до определения активности ферментов и уровня экспрессии генов.

Анализ уровня экспрессии генов. Анализ уровня экспрессии генов проводили методом количественной полимеразной цепной реакции (ПЦР) в реальном времени, совмещенной с обратной транскрипцией. Тотальную РНК из миокарда левых желудочков выделяли с помощью коммерческого набора «Реагент ExtractRNA» (Евроген, Россия) в соответствии с протоколом производителя с использованием стеклянных гомогенизаторов. Образцы РНК тестировали в 2%-ном агарозном геле для контроля отсутствия деградации препаратов РНК.

Для обратной транскрипции (ОТ-ПЦР) брали 1 мг РНК и использовали набор MMLV RT (Евроген, Россия). ОТ-ПЦР проводили с использованием Random Hexamer Primer в соответствии с протоколом производителя. Предварительно все образцы РНК обрабатывали DNaseI, RNase-free (Thermo Fisher Scientific Inc., США) для очистки от содержащих примесей молекул ДНК.

ПЦР амплификацию проводили с идентификаций SybrGreen в объеме 25 мкл следующего состава: 10 нг продукта ОТ-ПЦР, 0.4 мкМ прямого и обратного праймера, реагент qPCRmix-HSSYBR+LowROX (Евроген, Россия). Непосредственно ПЦР проводили с помощью прибора 7500 Real-Time PCR System (Life Technologies (ABI), Thermo Fisher Scientific Inc., США). Режим амплификации: (1) 95 °C в течение 5 мин; (2) трехэтапная амплификация и детекция – 38 циклов при 95 °C в течение 30 с, (температура отжига подбиралась индивидуально) в течение 30 с, и 72 °C в течение 30 с; (3) кривая плавления (для детекции диммеров). Температура отжига праймеров была рассчитана с помощью программы Primer-Blast (http://www.ncbi.nlm.nih.gov/tools/primer-blast/). Размер ампликона ПЦР реакции протестировали в 2%-ном агарозном геле. Праймеры для анализа уровня экспрессии генов приведены в табл. 1.

Анализ результатов ПЦР проводился по методу ∆∆Ct. В качестве гена «домашнего хозяйства» использована 18S/45S рибосомальная РНК.

 

Таблица 1. Последовательность олигонуклеотидов

Мишень исследования	Ген	Последовательность прямого и обратного праймеров	Источник
Na+/K+ транспортирующая субъединица α1	Atp1a1	CCCAAAACGGACAAACT GCACTACCACGATACTGAC	24
Na+/K+ транспортирующая субъединица α2	Atp1a2	GGTGGCCCTCCGAATGTAC ATGAAGATGAGGAGACTGTAGGGAAA	25
18S/45S ribosomal RNA	Rn18s/Rn45s	GTAACCCGTTGAACCCCATT CCATCCAATCGGTAGTAGCG	26
Kv2.1	Kcnb1	GACGACTACAGCCTTGAGGAC TCGTTCATCTGCTCCTTCTTT	27
Kir6.1	Kcnj8	AGCTGGCTGCTCTTCGCTATC CCCTCCAAACCCAATGGTCACT	28
Kv7.1	Kcnq1	ACCTCATCGTGGTTGTAGCC TCCTGGCGGTGAATGAAGAC	29
SERCA2	Atp2a2	AAACCCCCACGGAACCCAAAAG AAGTCTGGGTTGTCCTCCTTACACT	30

 

Анализ активности Na⁺/К⁺-АТФазы. У животных групп С (n = 5), STZ-preD1 (n = 3) и STZ-D1 (n = 8) активность Na⁺/K⁺-АТФазы определяли в микросомальной фракции мембран миокарда, выделенной из левого желудочка сердца методом дифференциального центрифугирования [31] по содержанию неорганического фосфата Pi (Pi ммоль/г/ч) в инкубационной среде (мМ): 20 Трис-HCl (рН 7.4), 150 NaCl, 10 KCl, 3 АТФ, 3 MgCl₂, 1 ЭГТА, 1 Na₂АТФ (метод Фиске-Суббароу). После 10-минутной инкубации при 37°С реакцию останавливали добавлением 10%-ной ТХУ. Активность Na⁺/K⁺-АТФазы рассчитывали, вычитая из общей АТФазной активности Mg²⁺-зависимую, определяемую в присутствии 1 мМ или 100 мкМ уабаина – селективного ингибитора Na⁺/K⁺-ATФазы, полностью блокирующего активность α1 и α2, α3-изоформы крысиного фермента при указанных концентрациях [32].

Анализ активности Са²⁺-АТФазы (SERCA2). У животных групп С (n =5), STZ- preD1 (n = 3) и STZ-D1 (n = 8) активность SERCA2 определяли в препаратах легкой фракции саркоплазматического ретикулума миокарда, выделенной методом дифференциального центрифугирования, по содержанию неорганического фосфата Pi (Pi ммоль/г/ч) в инкубационной среде (мМ): 100 KCl, 5 MgCl2, 0.5 ЭДТА, 30 имидозол, 3 АТФ и ~10 свободного Ca²⁺ (метод Фиске-Суббароу). Активность SERCA2 рассчитывали, как разность между общей АТФазной активностью и активностью Mg²⁺-АТФазы, определяемой в бескальциевой инкубационной среде с добавлением 100 нМ тапсигаргина – специфического ингибитора SERCA2 [33–35].

Статистическая обработка данных

Данные обрабатывали, используя пакет программ GraphPad Prism 8 (GraphPad Software, США). Для контроля соответствия нормальному распределению использовали критерий Шапиро-Уилка. При подтверждении нормальности распределения полученных данных описательная статистика включала среднее значение (М) и стандартную ошибку среднего (SЕМ), при ненормальности – значения медианы и процентилей. Параметрический критерий применяли: для сравнения двух несвязанных совокупностей – t-тест, для сравнения трех и более несвязанных совокупностей – метод ANOVA с поправкой Тьюки. Непараметрические критерии применяли: для двух независимых выборок – критерий Манна-Уитни, для более двух несвязанных совокупностей – критерий Крускала-Уоллиса и последующий тест Дана, для трех и более связанных совокупностей – тест Фридмана и последующий тест Дана.

РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

Характеристика модели

До индукции патологии масса тела животных в группах и уровень случайной глюкозы не различались (табл. 2). У контрольной С группы масса тела статистически значимо увеличивалась, начиная с 14-го дня эксперимента, уровень глюкозы в группе на протяжении всего эксперимента не менялся. У STZ-preD1 группы масса тела в ходе эксперимента не менялась, а уровень глюкозы на 3-й и 14-й дни после введения STZ был статистически значимо выше такового у группы С. У STZ-D1 группы на 3-й и 14-й дни после введения STZ масса тела была меньше, чем до введения STZ, а также меньше, чем у контрольных животных. Уровень глюкозы у STZ-D1 группы через 3 дня после введения STZ и далее до конца эксперимента был статистически значимо выше такового в контрольной С группе. Масса сердца в конце эксперимента у животных контрольной C и STZ-preD1 групп не различалась. У животных STZ-D1 группы масса сердца была статистически значимо меньше, чем у контрольных животных (табл. 2).

 

Таблица 2. Уровень случайной глюкозы, масса тела и сердца у экспериментальных животных

День эксперимента	Контрольная (C) группа, n = 13	STZ-preD1 группа, n = 9	STZ-D1 группа, n = 16
Глюкоза, мМ
День введения STZ	5.8 (5.4; 6.5)	5.9 (5.5; 6.1)	5.9 (5.7; 6.3)
3 дня после введения STZ	6.3 (5.6; 6.6)	9.2 (8.9; 13.6)* # *p < 0.0001 #p = 0.0448	25.8 (23.6; 27.5)* # *p = 0.0007 #p < 0.0001
14 дней после введения STZ	5.8 (5.1; 6.3)	7.5 (7.3; 8.7)	27.4 (22.0; 32.0)* # *p = 0.0003 #p < 0.0001
28 дней после введения STZ	6.0 (5.7; 6.1)	7.8 (7.6; 8.7)* # *p = 0.0057 #p = 0.0445	30.8 (28.2; 33.0)* # *p < 0.0001 #p < 0.0001
Масса тела, г
День введения STZ	364 (318; 391)	374 (332; 394)	353 (345; 370)
3 дня после введения STZ	376 (322; 400)	356 (321; 384)	331 (323; 368)
14 дней после введения STZ	380 (334; 407)* p = 0.0004	371 (338; 392)	319 (299; 326)* # *p < 0.0001 #p = 0.0012
28 дней после введения STZ	390 (344; 419)* p < 0.0001	383 (342; 399)	305 (289; 330)* # *p < 0.0001 #p = 0.0003
Масса сердца, г
28 дней после введения STZ	0.98 (0.88; 1.03)	1.02 (1.00; 1.12)	0.88 (0.83; 0.96)* p = 0.0359

Данные представлены как медиана (25-й; 75-й процентили).

* – статистически значимое отличие от значения в группе в день введения STZ, тест Фридмана и последующий тест Дана. # – статистически значимое отличие от значения в контрольной группе в соответствующий день эксперимента, тест Крускала-Уоллиса и последующий тест Дана.

 

Исследование Na⁺/К⁺-АТФазы

Активность Na⁺/K⁺-АТФазы в левом желудочке в группах STZ-preD1 и STZ-D1 не отличалась от таковой в группе C, составляя 84 и 113% соответственно от контрольного уровня (рис. 1a).

 

Рис. 1. Уровень активности Na+/K+-АТФазы в левом желудочке в группах контрольной (C, n = 5), STZ-preD1 (n = 3) и STZ-D1 (n = 8). (a) – aктивность чувствительной к уабаину (1 мМ) Mg2+–зависимой Na+/K+-АТФазы. Данные представлены как M ± SEM. (b) – активность высокочувствительной к уабаину (100 нМ) Na+/K+-АТФазы. Данные представлены как % от общей активности Na+/K+-АТФаза.

 

Фракция высокочувствительной к уабаину (100 нМ) активности Na⁺/K⁺-АТФазы (α2-, α3-изоформы) в группах С и STZ-D1 составляла 79 и 63% от общей активности Na+/K+-АТФаза (рис. 1b).

Уровень экспрессии генов Atp1a1 и Atp1a2, кодирующих α1- и α2-изоформы Na⁺/K⁺-АТФазы, возрастал в группе STZ-preD1 на 63.8 и 80.5% относительно группы С, и снижался в группе STZ-D1 на 23.4 и 45.5% (рис. 2).

 

Рис. 2. Уровень экспрессии генов субъединиц α1- и α2-изоформы Na+/K+-АТФазы в левом желудочке в группах С (n = 5), STZ-preD1 (n = 8) и STZ-D1 (n = 8) группах. Данные представлены как M ± SEM. Статистически значимые отличия, при p < 0.05: * – групп STZ-preD1 и STZ-D1 от группы С; # – группы STZ-D1 от STZ-preD1. Референсный ген – 18S/45S рибосомальная РНК.

 

Исследование SERCA2

В группах С, STZ-preD1 и STZ-D1 уровень активности SERCA2, а также уровень экспрессии соответствующего гена Atp2a2 не различались (рис. 3a, b).

 

Рис. 3. Уровень активности (a) и экспрессии гена фермента SERCA2 (b) в левом желудочке (a) группы С (n = 5), STZ-preD1 (n = 3) и STZ-D1 (n = 8), (b) группы С (n = 5), STZ-preD1 (n = 8) и STZ-D1 (n = 8). Данные представлены как M ± SEM. Референсный ген для ПЦР – 18S/45S рибосомальная РНК.

 

Исследование уровня экспрессии генов подтипов калиевых каналов Kv2.1, Kir6.1 и Kv7.1

ПЦР анализ показал, что в группе STZ-preD1 по сравнению с группой С экспрессия транскриптов Kv2.1, Kir6.1 и Kv7.1 подтипов калиевых каналов возрастала на 85, 99 и 92% соответственно (рис. 4). В группе STZ-D1 транскрипции РНК изученных подтипов калиевых каналов не отличалась от таковой в группе С.

 

Рис. 4. Уровень экспрессии генов подтипов калиевых каналов Kv2.1, Kir6.1 и Kv7.1 в левом желудочке в группах С (n = 5), STZ-preD1 (n = 8) и STZ-D1 (n = 8). Данные представлены как M ± SEM. Статистически значимые отличия при p < 0.05: * – группа STZ-preD1 от С. Референсный ген – 18S/45S рибосомальная РНК.

 

ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ

Данные литературы относительно уровня активности Na⁺/K⁺-АТФазы в модельных экспериментах СД1 достаточно противоречивы [1, 36–38], но в ряде работ уже через две недели после введения STZ показано значительное – до 35–40%, снижение максимальной активности Na⁺/K⁺-АТФазы [39]. В этой связи при анализе данных по активности Na⁺/K⁺-АТФазы, вероятно, необходимо учитывать возраст животных при индукции патологии, сроки развития СД1, а также малоконтролируемые биохимические сдвиги уровней глюкозы и инсулина в крови экспериментальных животных.

Уровень фракций высокочувствительной к уабаину Na⁺/K⁺-АТФаза (α2-, α3-изоформы) в группах С и STZ-D1, обнаруженный нами в данном исследовании, превышает пределы этой фракции, описанные в работах [1, 32, 35, 39], но, тем не менее, соответствует литературным данным [1, 36, 39], где описано, что при развитии СД1 пропорции α1/α2 изоформ существенно не меняются. В одной работе описано, что при 6-недельном STZ-D1 снижается количество высокоаффинных к уабаину связывающих мест (α2-, α3-изоформы), но не низкоаффинных (α1-изоформа) [37].

Ранее при анализе профилей мРНК, кодирующих белки, связанные с генерацией и проведением электрической активности в биоптатах атриовентрикулярного узла (АВ-узел), в сердцах диабетических крыс через 12 недель после введения STZ в дозе 60 мг/кг заметных различий в экспрессии генов Atp1a1 и Atp1a2, кодирующих α1- и α2-изоформы Na⁺/K⁺-АТФазы, не было выявлено [40]. Нами ранее показано [41], что в миокарде левого желудочка у крыс с преддиабетом активность Na⁺/K⁺-АТФазы не отличалась относительно таковой у контрольных животных, но снижалась у животных с 4-недельным СД1. Выявленное в настоящем исследовании снижении экспрессии генов Atp1a1 и Atp1a2 в группе STZ-D1 на фоне стабильной активности Na⁺/K⁺-АТФазы, можно рассматривать как фактор, обуславливающий снижение активности Na⁺/K⁺-АТФаза по мере усугубления диабетических нарушений.

При имеющимся достаточном количестве работ, показывающих, что ухудшение сердечной деятельности при диабете сопряжено с уменьшением содержания белка SERCA2 и снижением поглощения кальция в саркоплазматическим ретикулуме кардиомиоцитов [42, 43], однако механизмы, лежащие в основе патологии, до конца не установлены. Основным регулятором SERCA2 сердца является интегральный белок мембран фосфоламбан (PLB), ингибирующее действие которого заключается в уменьшении активности Cа²⁺-АТФазы и снижении ее сродства к кальцию за счет изменения характера белок-белковых взаимодействий при изменении конформации как фосфоламбана, так и Са²⁺–АТФазы [44]. PLB, фосфорилируемый цАМФ-зависимой протеинкиназой (PKA), теряет способность ингибировать SERCA2. Предыдущие исследования выявили значительное повышение экспрессии PLB на уровнях мРНК и белка у крыс с STZ-СД1 по сравнению с контрольными животными, при снижении активности и экспрессии SERCA-2. Так, в сердце крыс линии Спрэг-Доули через 10 недель после однократного введения STZ в дозе 70 мг/кг значительно возрастала экспрессия PLB и протеинкиназы С (PKC), но снижалась экспрессия SERCA2, протеинфосфатазы-1 (PPI-1) и рианодинового рецептора (RyR), что позволило предполагать важную роль в патогенезе ДКМ сигнального пути PKC/PPI-1/PLB/SERCA2 [45].

В другой работе у крыс Спрэг-Доули через 6 недель после однократного введения STZ в дозе 65 мг/кг ухудшение сердечной деятельности и снижение поглощения кальция саркоплазматическим ретикулумом (SR) сердца сопровождалось снижением уровней белков SERCA2 и PLB, однако соотношение PLB и SERCA2 в сердце было повышено [46]. Отмеченное снижение фосфорилирования PLB Са²⁺-кальмодулинзависимой протеинкиназой (CaMK) и PKA, при том, что их активности были повышены, объясняется снижением содержания белка PLB, а также повышенной активностью SR-ассоциированной протеинфосфатазы. Авторы заключают, что в диабетическом сердце в ответ на депрессию функции SR активируется процесс фосфорилирования, однако этот компенсаторный механизм может быть недостаточен для поддержания функции SR из-за значительного снижения белка SERCA2, а также значительного увеличения дефосфорилирования PLB.

В настоящем исследовании через 4 недели после введения STZ нарушения функции SR в миокарде крыс, вероятно, не имеют драматичный характер и достаточно скомпенсированы, что отражается в стабильности экспрессии гена Atp2a2 и выраженной активности SERCA2. Ранее в биоптатах АВ-узла сердец крыс через 12 недель после введения STZ различий в экспрессии гена Atp2a2 также не было выявлено [40].

Возможной причиной нарушения биоэлектрической активности в миокарде может являться изменение соотношение потенциал-зависимых ионных каналов и транспортёров, как описано нами ранее [18]. Одним из факторов, влияющих на данное соотношение, является уровень экспрессии генов ионных каналов или транспортеров. По нашим данным при умеренной гипергликемии в группе STZ-preD1 экспрессия генов подтипов калиевых каналов Kv2.1, Kir6.1 и Kv7.1 увеличивается в 1.8–2 раза относительно контроля. Однако эта активация транскрипции, по-видимому, не сопровождается увеличением трансляции и экспрессии протеинов и доставкой соответствующих калиевых каналов на плазматическую мембрану кардиомиоцитов. В противном случае можно было бы ожидать укорочение, а не удлинение потенциалов действия, регистрируемых в кардиомиоцитах преддиабетических крыс через 4 недели после введения STZ, как показано ранее [18]. Согласно выше цитируемой работе [40], у крыс при СД1 в сердце, в клетках АВ-узла экспрессия генов Kcnb1 (Kv2.1 канал), Kcnj8 (Kir6.1 канал) и Kcnq1 (Kv7.1 канал) не менялась. При обсуждении роли KCNQ (Kv7) каналов в развитии сердечно-сосудистых факторов риска, таких как гипертония, СД и ожирение [47] важно, что работа Kv7.1 каналов и характеристика тока через данный тип каналов могут модулироваться аксессорной субъединицей MinK, однако ее роль в потенцировании нарушений физиологической функции миокарда до конца не ясна. Так, у собак в условиях аллоксанового СД1 в желудочках миокарда показано увеличение уровня белка Kv7.1. при снижении MinK [48]. Однако у кролика в условиях аллоксанового СД1 при постоянстве активности Kv7.1 выявлено снижение количества белка MinK [9].

Таким образом, интегральная оценка активности ионных каналов, их насосной функции, а также экспрессии соответствующих генов требует учитывать региональную и/или клеточную специфику и ряд коэкспрессируемых вспомогательных факторов. В этой связи для понимания внутриклеточных процессов, протекающих в миокарде в условиях преддиабета и выраженного СД1, перспективным видится использование клеточных культур и переживающих срезов.

На основании полученных результатов сделаны выводы:

1. У крыс в миокарде левого желудочка при предСД1 и СД1 активность Na⁺/K⁺-АТФазы сохраняется стабильной относительно контрольного уровня. При этом уровень экспрессии генов Atp1a1 и Atp1a2, кодирующих α1- и α2-изоформы Na⁺/K⁺-АТФазы, возрастает при предСД1, но снижается при СД1 относительно контрольного уровня. Это может указывать на высокую чувствительностью данного транспортёра к инсулинопении.
2. Активность Ca²⁺–АТФазы и экспрессия гена Atp2a2 у крыс в миокарде левого желудочка при предСД1 и СД1 стабильны, что может отражать ключевую роль данной АТФазы для сократительной функции кардиомиоцита.
3. Уровень экспрессии генов подтипов калиевых каналов Kv2.1, Kir6.1 и Kv7.1 в миокарде левого желудочка крыс возрастает при предСД1, но при СД1 не отличается от контрольного уровня, что может указывать на определенный вклад изученных подтипов калиевых каналов в адаптационный механизм к умеренной гипергликемии.

ВКЛАДЫ АВТОРОВ

Идея работы и планирование эксперимента (М. Г. Д. и О. В. Ч.), сбор и обработка данных (И. Б. C., О. В. Ч.), написание и редактирование манускрипта (И. Б. С., О. В. Ч., М. Г. Д.).

ИСТОЧНИКИ ФИНАНСИРОВАНИЯ

Данная работа финансировалась за счет средств бюджета государственного задания № 075–00264–24–00 Института эволюционной физиологии и биохимии им. И. М. Сеченова РАН. Никаких дополнительных грантов на проведение или руководство данным конкретным исследованием получено не было.

СОБЛЮДЕНИЕ ЭТИЧЕСКИХ СТАНДАРТОВ

Эксперименты с животными проводились в соответствии с международными рекомендациями по проведению биомедицинских исследований с лабораторными животными и были одобрены Комиссией по этике Института эволюционной физиологии и биохимии им. И. М. Сеченова РАН, протокол № 2–1/2022 от 24.02.2022 г.

КОНФЛИКТ ИНТЕРЕСОВ

Авторы данной работы заявляют, что у них нет конфликта интересов.

Авторлар туралы

I. Sukhov

Sechenov Institute of Evolutionary Physiology and Biochemistry of the Russian Academy of Sciences

Хат алмасуға жауапты Автор.
Email: sukhov.ivan@gmail.com
Ресей, St. Petersburg

O. Chistyakova

Sechenov Institute of Evolutionary Physiology and Biochemistry of the Russian Academy of Sciences

Email: sukhov.ivan@gmail.com
Ресей, St. Petersburg

M. Dobretsov

Sechenov Institute of Evolutionary Physiology and Biochemistry of the Russian Academy of Sciences

Email: sukhov.ivan@gmail.com
Ресей, St. Petersburg

Әдебиет тізімі

Қосымша файлдар