The role of metalloproteinases in the development of ischemia-induced pathologies of the blood-brain barrier

Cover Page

Cite item

Full Text

Abstract

The blood-brain barrier maintains brain homeostasis by regulating the transport of nutrients and macromolecules from the bloodstream. Its integrity is disrupted by a number of pathological processes, such as ischemic stroke, neurodegenerative diseases or inflammation. This leads to loss of control of transport processes from the bloodstream to the brain, which causes hemorrhage, oedema and tissue death. The blood-brain barrier permeability is largely regulated by matrix metalloproteinases, a family of enzymes responsible for the blood vessels remodeling, angiogenesis and a number of other physiological and pathological processes. This review presents data on the structure of the blood-brain barrier, its pathological changes, caused by metalloproteinases, the mechanisms that regulate metalloproteinases activity, and the difficulties associated with studying these processes.

Full Text

ВВЕДЕНИЕ

Согласно данным Всемирной Организации по борьбе с инсультом, к 2019 инсульты стали второй по распространенности причиной смерти и третьей причиной инвалидизации населения в мире [1]. Инсульты разделяют на две группы на основе характера протекающих патологических процессов. Инсульт может быть ишемическим, при котором возникает тромбоз сосуда, питающего головной мозг, или геморрагическим, при котором происходит разрыв кровеносного сосуда, приводящий к внутримозговому или субарахноидальному кровоизлиянию [2]. Согласно статистике, собранной с 1990 по 2019 гг., ишемический инсульт случается примерно в 2 раза чаще, чем геморрагический [1].

Ишемический инсульт посредством блокады кровеносного сосуда приводит к возникновению кислородного голодания и дефицита глюкозы в тканях головного мозга, вызывая их гибель. Помимо этого, под действием каскада металлопротеиназ матрикса (МП) запускается ряд процессов, приводящих к нарушению целостности гематоэнцефалического барьера (ГЭБ), возникновению отека, воспаления и внутричерепного кровотечения, что усиливает гибель нейронов [3]. Стандартными средствами терапии ишемического инсульта являются тромболитическая терапия тканевым активатором плазминогена (ТПА) и тромбэктомия [4]. Они нацелены на экстренное удаление тромба, блокирующего кровеносный сосуд, и восстановление кровотока (реканализацию). При этом временной интервал эффективной применимости данных методик весьма ограничен: до 4.5 ч после манифестации для тромболитической терапии [5, 6] и до 24 ч для тромбэктомии [7, 8]. Метаанализ данных результатов применения различных типов терапии ишемических инсультов показывает, что тромболитическая терапия обеспечивает эффективность восстановления нейрологических функций от 20 до 40%, в то время как комбинация тромболитической терапии и тромбэктомии достигает эффективности в 99%. При этом безопасность тромболитической терапии находится в диапазоне 40–60%, безопасность тромбэктомии составляет 12%, а безопасность комбинации тромболитической терапии и тромбэктомии достигает 84% [9]. Помимо этого, тромболитическая терапия увеличивает в 10 раз частоту развития геморрагической трансформации (кровоизлияния в мозг) [10]. Это связано с тем, что ТПА приводит к дополнительной активации каскада металлопротеиназ, вызывающих деградацию ГЭБ.

Исследование механизмов, регулирующих процессы разрушения ГЭБ, поражения тканей головного мозга и их восстановления и роли металлопротеиназ в этих процессах, важно не только с практической позиции снижения смертности и инвалидизации населения, вызываемых инсультами, но и с позиции фундаментального понимания сложных систем, управляющих развитием и гомеостазом организма.

Структура ГЭБ

Гематоэнцефалический барьер осуществляет контроль транспорта ионов, кислорода и питательных веществ между кровью и отделами мозга, а также обеспечивает защиту паренхимы головного мозга от проникновения токсинов, патогенов, лекарств и других экзогенных соединений в центральную нервную систему [11].

ГЭБ состоит из кровеносных сосудов, образованных специализированными эндотелиальными клетками, астроцитами, перицитами и окончаниями нейронов [12–14]. Ножки астроцитов примыкают к базальной мембране [15]. Перициты играют регуляторную роль в тонусе, стабильности, восстановлении и ангиогенезе сосудистой сети [16], а также способны модулировать функцию астроглии [17, 18]. Наконец, нейроны также активно участвуют в этой структуре, поскольку нейрональные окончания приходят ко всем клеткам, образующим ГЭБ [19] (рис. 1).

 

Рис. 1. Гематоэнцефалический барьер и плотный контакт. (a) – Схематичный рисунок гематоэнцефалического барьера в продольном сечении, показывающий эндотелий, базальную мембрану, перициты, астроциты и плотные контакты. (b) – Схематичное изображение плотного контакта, показаны основные структурные белки: клаудин (зеленый), окклюдин (фиолетовый) и молекулы соединительной адгезии (красный).

 

Поток гидрофильных молекул через эндотелий ГЭБ затруднен плотными контактами, герметизирующими пути между соседними эндотелиальными клетками [20]. Плотный контакт представляет собой полупроницаемый диффузионный барьер, который различает растворенные вещества на основе размера и заряда. Диффузия ионов и небольших незаряженных молекул происходит через поры диаметром около 0.4 нм [21]. Этот путь парацеллюлярной диффузии регулируется порообразующими клаудинами [22, 23]. Макромолекулы размером до 6 нм также переносятся парацеллюлярным транспортом, но макромолекулярная диффузия изучена недостаточно хорошо.

Плотный контакт образует защитный барьер там, где две соседние эндотелиальные клетки контактируют латерально в парацеллюлярных пространствах, образуя двухклеточное плотное соединение [24]. В точках контакта трех клеток образуются трехклеточные плотные контакты, которые конструктивно отличаются от двухклеточных (рис. 2).

 

Рис. 2. Схематичное изображение места соединения трех клеток эндотелия (a) и трехклеточного плотного контакта, образованного в этом месте (b). Стрелкой отмечен лепесток клетки, настилающейся над двумя другими в месте трехклеточного контакта. Оранжевый цвет – центральная трубка трехклеточного плотного контакта. Зеленым цветом показаны фибриллы клаудина, образующие нити двухклеточных плотных контактов, подходящие к центральной трубке. Фиолетовый цвет – окклюдины, которые участвуют в формировании плотных контактов между двумя и тремя клетками. Розовый цвет – трицеллюлин, основной структурный белок трехклеточного плотного контакта, который, однако, также встречается и в двухклеточных контактах.

 

Сеть двухклеточных плотных контактов, состоящая из трансмембранных белков окклюдина и клаудина, расширяется базолатерально при сближении в трехклеточных контактах. Одна из трех клеток настилается тонким лепестком над двумя оставшимися подлежащими клетками, образуя расположенную параллельно локальной плоскости стенки сосуда трехцепочечную структуру с “центральной трубкой” длиной 10 нм [25], которая является местом повышенной парацеллюлярной проницаемости [26]. Основным структурным белком трехклеточного контакта является трицеллюлин, который также встречается и в двухклеточных контактах, но в существенно меньшем количестве [27]. В трехклеточном контакте также повышено количество окклюдина, который образует менее прочные трансмембранные связи и более, чем клаудин, уязвим к ферментативному расщеплению.

Клаудины способны полимеризоваться в линейные фибриллы [28], в отличие от окклюдина, который образует лишь короткие фрагменты нитей. Клаудины демонстрируют более сильную адгезию, чем окклюдин [29], обеспечивая герметизацию межклеточного пространства, и играют ключевую роль в регуляции парацеллюлярной проницаемости [30]. Своей цитоплазматической областью клаудины взаимодействуют с семейством каркасных белков зональных окклюденов [31], которые, в свою очередь, необходимы для сборки плотного контакта и его жесткого закрепления к актиновому цитоскелету [32]. Помимо клаудина и окклюдина, в формировании плотного контакта участвуют молекулы адгезии плотных контактов, белки с трансмембранным доменом и внеклеточной частью, свернутыми в два иммуноглобулиноподобных домена [33], принадлежащие к суперсемейству иммуноглобулинов. Они связываются с клаудиновыми фибриллами и участвуют в регуляции парацеллюлярной проницаемости [34].

Следующим элементом ГЭБ является базальная мембрана, сложная аморфная структура толщиной 50–100 нм [35], находящаяся между эндотелием сосудов головного мозга и ножками астроцитов [36]. Она состоит из множества компонентов, основными из которых являются такие белки внеклеточного матрикса, как коллаген IV, ламинин, нидоген и протеогликаны [37], регулирующие целостность ГЭБ в норме и при патологиях. Базальная мембрана выполняет множество важных функций, включая структурную поддержку, закрепление клеток и передачу сигналов [38, 39].

Перициты — это многофункциональные клетки, встроенные в стенки капилляров. Перициты часто считают похожими на мезенхимальные стволовые клетки, и исследования как in vitro, так и in vivo показали, что они могут дифференцироваться в несколько типов клеток, включая ангиобласты, нейральные предшественники, сосудистые клетки и микроглию [40, 41]. Перициты регулируют проницаемость ГЭБ для воды и ряда низкомолекулярных и высокомолекулярных соединений по крайней мере двумя способами: регулируя паттерны экспрессии генов, специфичных для ГЭБ, в эндотелиальных клетках и вызывая поляризацию концевых ножек астроцитов, окружающих кровеносные сосуды ЦНС [42]. Также перициты управляют формированием плотных контактов и транспортировкой везикул в эндотелиальных клетках ЦНС и ингибируют производство молекул, которые увеличивают проницаемость сосудов и инфильтрацию иммунных клеток ЦНС [43].

Астроциты являются наиболее распространенным типом клеток в мозге млекопитающих; вместе с олигодендроцитами и микроглией они являются тремя основными типа глиальных клеток [44]. Aстроциты играют важную роль в развитии и поддержании целостности плотных контактов посредством высвобождения факторов роста, таких как фактор роста сосудистого эндотелия, основной фактор роста фибробластов, нейротрофический фактор глиальной клеточной линии [45, 46]. Эксперименты с удалением астроцитов из зоны ГЭБ во взрослом мозге показали, что они являются необходимыми для поддержания как его целостности, так и для восстановления после повреждения [47].

Металлопротеиназы

Матриксные металлопротеиназы (МП), или матриксины, выделяют в отдельное семейство внеклеточных цинк-зависимых эндопептидаз, способных разрушать все типы белков внеклеточного матрикса. Семейство МП на данный момент содержит 28 протеаз, 23 из которых присутствуют у человека. Внутри семейства классификация МП производится по субстратной специфичности по отношению к белкам внеклеточных структур.

МП участвуют в большинстве воспалительных, аутоиммунных, раковых и патогенных заболеваний. МП могут вызывать как ухудшения в прогрессировании заболеваний, так и поддерживать восстановление. Белки внеклеточного матрикса составляют только 30% субстратов МП, а остальные субстраты МП не относятся к внеклеточному матриксу [48]. МП действительно играют важную роль в деградации коллагенов и протеогликанов. Гормоны щитовидной железы во время метаморфоза способствуют высвобождению нескольких МП, которые играют активную роль в ремоделировании кишечника; они важны для морфогенеза ветвления при развитии легких, молочных желез и других органов. МП вызывают деградацию и процессинг активно участвующих в процессе заживления ран факторов роста и их рецепторов; модулируют факторы, стимулирующие или ингибирующие ангиогенез [49], в том числе активируют такой важный регулятор ангиогенеза, как фактор роста эндотелия сосудов, который стимулирует рост и проницаемость сосудов [50, 51]. МП участвуют в регуляции апоптоза, вызванного ишемическим инсультом [52–54]. Сводные данные об основных металлопротеиназах, регулирующих целостность ГЭБ при ишемическом инсульте, а также их основных субстратах представлены в табл. 1.

 

Таблица 1. Металлопротеиназы, их источники и субстраты, входящие в состав ГЭБ

МП

Источник

Активатор

Субстрат в составе ГЭБ

МП2

Эндотелий,

тромбоциты

Фурин, МП14, МП15

Плотные контакты: окклюдин, зональные окклюдены, трицеллюлин

МП3

Перициты,

микроглия,

нейроны

Плазмин

Плотные контакты: окклюдин, клаудин

Базальная мембрана: ламинин

МП9

Нейтрофилы,

эндотелий,

перициты,

астроциты

МП3, МП2, TLR2, МП7, МП10

Плотные контакты: окклюдин, зональные окклюдены, молекулы соединительной адгезии

Базальная мембрана: коллагены, желатин, фибронектин, ламинин, нидоген

МП8

Макрофаги,

нейтрофилы

МП3, МП7

Плотные контакты: окклюдин

Базальная мембрана: коллагены, желатин, фибронектин, ламинин, нидоген

МП10

Микроглия,

эндотелий,

нейроны

Плазмин, МП10

Базальная мембрана: коллагены, желатин, фибронектин

МП13

Глия,

нейроны,

эндотелий

МП14, МП3

Базальная мембрана: коллагены, желатин

 

МП, за немногочисленным рядом исключений, синтезируются в виде профермента; для перехода из латентного состояния к активному им требуется провзаимодействовать с активатором. В роли активаторов МП могут выступать различные протеиназы, например, такие как ТПА, фурин или другие МП в активной форме. Ферментативная активность МП регулируется альфа-2-макроглобулином и группой тканевых ингибиторов матриксных металлопротеиназ (ТИМП), которые путем связывания блокируют активные сайты или ухудшают реакционную способность активных МП путем связывания в альтернативных сайтах [55]. К текущему моменту были выделены и определены четыре гомологичных ТИМП (ТИМП 1–4).

Традиционно МП принято разделять на четыре группы, исходя из субстратной специфичности и частичной локализации МП в клетке. К коллагеназам принято относить МП1, МП8, МП13, они способны расщеплять фибриллярные белки – трехспиральные коллагены. МП2 и МП9 образуют группу желатиназ: ферментов, расщепляющих коллаген VI типа и желатин. МП3, МП10, МП11 объединяют в группу стромализинов на основе того, что они способны к расщеплению широкого спектра белков внеклеточного матрикса, но не взаимодействуют с трехспиральными коллагенами. Четвертая группа – мембранные МП – состоит из металлопротеиназ: МП14, МП15, МП16, МП17, МП24, МП25. Они локализованы на мембране и имеют в своей структуре уязвимый для расщепления фурином участок. Такая система классификации зачастую не позволяет однозначно разделить все ферменты семейства на группы, поэтому существуют альтернативные способы классификации, например, разделяющие МП на основе их доменной структуры [56].

Исследования взаимодействия ферментов с ГЭБ как во время физиологических процессов, так и при патологиях, влекущих обширные разрушения или частичную ремодуляцию ГЭБ, установили, что некоторые МП вовлечены в эти процессы существенно больше остальных.

МП2 (желатиназа А) играет значимую роль в процессе разрушения ГЭБ на ранних стадиях ишемического инсульта. Экспериментальные данные, полученные методом транзиторной окклюзии средней мозговой артерии (ОСМА) у крыс, показывают, что раннему разрушению ГЭБ (в течение 3 ч с момента реканализации артерии) соответствует значительное увеличение активности МП2 в совокупности с увеличенным производством активаторов МП2, таких как фурин и МП14. Причем использование ингибитора, действующего избирательно на МП2, смогло предотвратить увеличение активности МП2 и снизить ее содержание в головном мозге, но не уменьшило область воспаления головного мозга, вызванного ишемией [57, 58]. Исследования разрушения структурных белков плотных контактов в культурах эндотелиальных клеток во время кислородного голодания, которое происходит на начальном этапе ишемии до реканализации, показали, что производство МП2 остается на том же уровне, что и в клетках, не подвергающихся кислородному голоданию, но ее активность в разы увеличивается уже спустя 30 мин кислородного голодания. Также происходит изменение локализации МП2: во время кислородного голодания ее концентрация в цитоплазме клетки ниже, чем в интактных клетках, а во внеклеточной области – выше. Это сопровождается разрушением белков плотных контактов (зональных окклюденов и окклюдина), причем разрушение предотвращается направленным ингибированием МП2 [59]. На основе этих фактов можно сделать вывод, что МП2 начинает разрушать структуры ГЭБ на самых ранних этапах ишемии и способна воздействовать особенно сильно на области плотных контактов с высоким содержанием окклюдина.

МП9 (желатиназа Б) относится к группе нейтрофильных металлопротеиназ, так как впервые была обнаружена в гранулах нейтрофилов [60]. Помимо дегрануляции проникающих в структуры ГЭБ и ткани мозга в области ишемии нейтрофилов под действием воспалительных факторов [61] или ТПА [62], в неактивном состоянии МП9 может секретироваться эндотелиальными клетками ГЭБ [59]. Следы активности МП9 присутствуют на протяжении всего ишемического инсульта, в том числе и на поздних стадиях в области эндотелия сосудов и окружающей его ткани мозга. Но определить конкретные клетки (нейроны, клетки нейроглии) в качестве однозначных источников МП9 на текущий момент не удалось, так как на поздних стадиях ишемии начинаются процессы регенерации пораженных тканей и ангиогенез со сложными регуляторными механизмами, во время которого также происходит синтез МП9 [63]. При исследовании процессов разрушения ГЭБ, индуцируемых МП9, интересны механизмы активации секретируемой латентной формы фермента. Активаторами МП9 могут выступать как ферменты семейства МП (МП3, МП13, МП7, МП2), так и ряд других ферментов, активирующих МП9 с меньшей скоростью [64, 65]. Самым эффективным активатором МП9 является МП3, соответствующая реакция по активации является одной из ключевых в ферментативном каскаде МП внеклеточного матрикса [66]. Помимо активации ферментами был открыт способ активации МП9 с помощью рецепторов TLR2 на астроцитах, что, вероятно, играет важную роль в регуляции активности МП9 на поздних стадиях ишемии. Субстратами МП9 являются белки плотных контактов: окклюдин [67], зональные окклюдены [58, 68, 69]. Относительно клаудина экспериментальные данные весьма противоречивы. Несмотря на то, что некоторые эксперименты на культурах эндотелиальных клеток показывают, что снижение концентрации клаудина коррелирует с активностью МП9, регулируемой через ТИМП1 [70], в ряде работ нет подтверждения тому, что МП9 взаимодействует с клаудином: концентрация клаудина (в отличие от окклюдина) в крови мышей после ОСМА не коррелирует с концентрацией МП9 в крови [67]. В другой работе уровень клаудина в плазме крови у пациентов с ишемическим инсультом коррелировал с концентрацией МП9 и увеличивался при развитии геморрагической трансформации [71]. В эксперименте с клеточной культурой микрососудистого эндотелия головного мозга мышей bEND3 было обнаружено, что кислородно-глюкозное голодание вызывает не деградацию клаудина, а его диссоциацию от каркаса цитоскелета независимым от МП2 и МП9 способом [59]. Совокупность этих фактов вызывает сомнение в том, что клаудин является субстратом МП9, либо же скорость такой протеолитической реакции является пренебрежимо малой для характерных концентраций белков и ферментов во время ишемии относительно скоростей остальных процессов разрушения ГЭБ. Другими, не менее важными субстратами МП9 являются компоненты базальной мембраны и белки адгезивных контактов мембраны [64]. Белки базальной мембраны (коллаген, фибронектин, ламинин и другие) в совокупности с кадгеринами адгезивных контактов формируют внеклеточный слой, который служит критически важным компонентом для крепления эндотелиальных клеток на стенках сосудов и отделяет их от клеток тканей головного мозга. Благодаря широкому спектру субстратов МП9 задействована на протяжении всех этапов ишемии, за исключением самых ранних, и играет важную роль в разрушении ГЭБ и последующих процессах восстановления и ангиогенеза. На текущий момент МП9 является единственным ферментом из семейства МП, который достоверно можно считать биомаркером острого ишемического инсульта [72].

Матриксная МП3 (стромализин-1) может участвовать в расщеплении элементов внеклеточного матрикса и может выступать транскрипционным фактором в ядре [73]. В широкий спектр субстратов МП3 входят фибронектин, ламинин, эластин, протеогликаны и денатурированные коллагены, но в отличие от коллагеназ МП3 не может расщеплять коллаген 1-го типа [74]. Эксперименты на модели ОСМА мыши показали, что при нокауте гена МП3 уменьшается риск геморрагической трансформации при применении тромболитической терапии с участием ТПА во время ишемии [75]. ТПА повышает синтез МП3 в культуре мышиных эндотелиальных клеток in vitro за счет мембранных сигнальных путей [76]. МП3 взаимодействует с рецепторами на мембране нейронов, индуцирует апоптоз [77].

Четыре представителя семейства ТИМП являются ингибиторами широкого спектра действия для всех 23 МП, обнаруженных у человека, но между ними существуют некоторые различия в специфичности. ТИМП-1 более ограничен в своем ингибирующем диапазоне, чем три других ТИМП, имея относительно низкое сродство к МП мембранного типа: МП14, МП16 и МП24, а также к МП19 [78]. Кроме того, существуют отличия в константах ингибирования разных МП различными ТИМП. Например, ТИМП-2 и -3 являются более слабыми ингибиторами, чем ТИМП-1, для МП3 и МП7 [79]. ТИМП-3 уникален среди ТИМП млекопитающих, поскольку он ингибирует более широкий спектр МП, включая нескольких членов семейств ADAM и ADAMTS [80–82].

Как и синтез МП, синтез ТИМП претерпевает существенные изменения на различных фазах ишемического инсульта. Так, дегрануляция нейтрофилов под действием ТПА сопровождается значимым синтезом ТИМП-2 [62]. В экспериментах на культуре эндотелиальных клеток было показано, что для ТИМП-1 синтез снижается после кислородно-глюкозного голодания и достигает минимума через 12 ч, а синтез ТИМП-2 не изменяется со временем [83]. Использование модели окклюзии средней мозговой артерии на мышах и in vitro модели кислородного голодания культуры нейроноподобных клеток показали, что при ишемии уровень ТИМП-3 снижается в разы. Искусственное увеличение синтеза ТИМП-3 приводит к уменьшению количества апоптотических клеток in vivo и in vitro. ТИМП-3 участвует в регуляции окислительного стресса тканей головного мозга (уровней продукции активных форм кислорода и других оксидантов) через AKT сигнальный путь [84].

МП8 (нейтрофильная коллагеназа), как и МП9, является нейтрофильной металлопротеиназой. В области вызванного ишемией воспаления МП8 вместе с МП9 выделяется при дегрануляции нейтрофилов под действием ТПА [62]. Эксперимент на культуре эндотелиальных клеток показал, что производимая активная МП8 разрезает окклюдин плотных контактов [85].

МП10 (стромализин-2) на 82% гомологична МП3, и большинство ее субстратов совпадают с субстратами МП3. При этом в комбинации с ТПА она способна ускорять фибринолиз, блокируя активируемый тромбином ингибитор фибринолиза ТАФИ [86].

МП13 (коллагеназа-3) ассоциирована с раковыми заболеваниями и является маркером агрессивности опухоли [87]. Ее основной субстрат – коллаген 2-го типа. В модели окклюзии средней мозговой артерии у мышей дефицит МП13 приводил к уменьшению объема инфаркта, снижал частоту кровотечений и улучшал функциональный исход. Однако дефицит МП13 значительно снижал количество обновленных нейробластов в кортикальной периинфарктной зоне, а также блокировал увеличение плотности сосудов в периинфарктной области. Таким образом, МП13 на ранних этапах развития ишемического инсульта усиливает поражение головного мозга, а на более поздних этапах – способствует его восстановлению [88].

Динамика изменений ГЭБ при ишемическом инсульте

Ишемический инсульт возникает в результате окклюзии кровеносного сосуда, осуществляющего питание определенного региона головного мозга.

После ишемического повреждения головного мозга разрушение ГЭБ происходит достаточно быстро [89]. В течение 10 мин после реперфузии появляются признаки деградации базальной мембраны и разрушения ГЭБ [90, 91]. Первичные прорехи в ГЭБ были зарегистрированы в течение 2–6 ч (медиана 3.8 ч) от начала инсульта [92, 93]. Периоды повышенной проницаемости ГЭБ наблюдались через 4–8 ч и снова через 12–16 ч [94, 95] после начала инсульта. Эта эскалация проницаемости ГЭБ может быть связана с гиперемией и гипоперфузией, развивающимися при инфаркте [95]. Начиная с 24 ч, наблюдается стойкое нарушение ГЭБ, которое длится неделями. Наиболее изученными являются начальные моменты ишемии, процессы, происходящие в течение первых 24 ч с начала инсульта.

Во время ишемии и асфиксии клетки мозга и иммунные клетки вырабатывают активные формы кислорода, которые стимулируют эндотелиальные клетки и вызывают окислительный стресс. Микроглия, астроциты, лейкоциты и эндотелиальные клетки синтезируют ряд биохимических медиаторов и маркеров воспаления — цитокинов, хемокинов и провоспалительных ферментов [96, 97], основными из которых являются IL-6, IL-1 (встречается в двух формах: IL-1α (внутриклеточный) и IL-1β (секретируемый)) и фактор некроза опухоли (TNF-α и TNF-β). Появление таких молекул как TNF-α и IL-1β приводит к активации NF-κB, ядерного фактора каппа B, представляющего собой фактор транскрипции, который находится в цитоплазме каждой клетки и при активации перемещается в ядро. При активации NF-κB регулирует экспрессию почти 400 различных генов, включая индуцибельную NO-синтазу (INOS) [98], цитокины, молекулы адгезии, ангиогенные факторы. В том числе NF-κB активирует гены, отвечающие за синтез МП9 [99–101], что на ранних стадиях инсульта усиливает разрушение ГЭБ, а на поздних - способствует восстановлению [102, 103].

К факторам, повреждающим ГЭБ, добавляется оксид азота NO, нейротоксин с мощными сосудорасширяющими свойствами, который может усугублять повреждение ДНК и эндотелия. Сами астроциты производят индуцибельную NO-синтазу во время ишемии (в здоровой ткани она не детектируется), что, в свою очередь, способствует образованию пероксинитрита и разрушению ГЭБ [104].

Мы остановимся на процессах, связанных с активностью МП и, в основном, управляющих патологическими изменениями ГЭБ на ранних этапах ишемии. Схематично этот процесс представлен на рис. 3.

 

Рис. 3. Схема последовательности основных процессов, происходящих при ишемическом инсульте. Ишемический инсульт вызывает синтез МП2 эндотелиальными клетками; МП2 разрушает плотные контакты, приводя к повышению проницаемости ГЭБ для воды, ионов и малых молекул. Реканализация приводит к появлению в пораженной области нейтрофилов, способных проникать под эндотелий; нейтрофилы дегранулируют про-МП9, которая после активации разрушает базальную мембрану, а также плотные контакты. Перициты секретируют МП3 и про-МП3, которая после активации становится основным активатором МП9. Происходит значительное разрушение ГЭБ, в образующиеся прорехи могут проникать макромолекулы и клетки крови. Восстановление целостности ГЭБ протекает на фоне процессов репарации головного мозга, сопровождающихся ангиогенезом и ремодулированием матрикса, во время которого перициты производят про-МП9, после активации способную приводить к нарушениям целостности ГЭБ.

 

В ответ на возникающее кислородно-глюкозное голодание эндотелиальные клетки синтезируют МП2, которая секретируется в межклеточное пространство уже в активной форме [59, 105]. МП2 вызывает деградацию окклюдина и трицеллюлина, что потенциально приводит к значительному увеличению проницаемости трехклеточных контактов [106, 107]. Это вызывает повышение парацеллюлярной и трансцеллюлярной проницаемости и повреждение эндотелия, в результате чего переносимые кровью клетки, химические вещества и жидкость проникают в паренхиму головного мозга [11]. Нарушается водно-электролитный гомеостаз головного мозга, что приводит к его отеку [108]. Происходит первичное нарушение целостности ГЭБ.

Помимо МП2 из клеток выходит МП9 [109, 110], но в неактивной форме [59]. Одним из основных источников МП9 являются нейтрофилы, которые после реканализации (восстановления кровотока в затромбированной области) попадают в область с нарушенным ГЭБ и мигрируют под эндотелий [111]. Нейтрофилы дегранулируют, и из их гранул выходит МП9, которая вызывает деградацию базальной мембраны, что, вместе с разрушением плотных контактов, приводит к разрывам в эпителии сосудов и кровоизлияниям в паренхиму головного мозга [112]. Инфильтрация нейтрофилов в области под эндотелием через открытые плотные контакты еще больше усугубляет воспалительные реакции и усиливает повреждение головного мозга [113]. Происходит вторичное нарушение целостности ГЭБ.

На фоне процессов, связанных с активностью МП2, секретируемой эндотелием, и МП9, выходящей из нейтрофилов, происходит выход МП и из других клеток ГЭБ. Так, источником МП9 под действием ишемии становятся перициты, что приводит к разрушению плотных контактов и снижает связывание ножек астроцитов с сосудистой стенкой, увеличивая проницаемость ГЭБ [114].

Помимо двух упомянутых выше МП, существенную роль в разрушении ГЭБ играет МП3. Ее основным источником являются перициты и микроглия [115]. МП3 разрушает компоненты базальной мембраны и белки плотных контактов, открывая ГЭБ и тем самым облегчая приток нейтрофилов к внеклеточному матриксу под эндотелием [116]. Также МП3 является основным активатором МП9 [117].

Так как разрушение плотных контактов является основной причиной, приводящей к повышенной парацеллюлярной проницаемости ГЭБ после ишемического инсульта [118], то изучение механизмов регуляции этого процесса может не только прояснить общую картину изменений, но и определить направления новых подходов в терапии.

В основе процесса разрушения плотных контактов лежит несколько механизмов, таких как фосфорилирование окклюдина и клаудина серин/треонин-специфической протеинкиназой, активируемой GTP-связанным RhoA (ROCK-киназа) [119], диссоциация клаудина от цитоскелета зависимым от кавеолина-1 образом под действием МП9 [59], деградация окклюдина МП2 и МП9.

Кавеолин-1 представляет собой регуляторный белок оболочки кавеол, являющихся микроинвагинациями клеточной плазматической мембраны [120]. Кавеолин-1 отвечает за регуляцию различных сигнальных молекул и участвует в клеточном транспорте и гомеостазе холестерина, препятствуя его накоплению и развитию атеросклероза [121, 122]. Кавеолин-1 производится во многих типах клеток ЦНС, включая эндотелий [123], перициты [124] и астроциты [125]. Кавеолин-1 угнетает активность МП2 и МП9, тем самым препятствуя разрушению плотных контактов. У мышей, дефицитных по кавеолину, проницаемость ГЭБ после ишемии была на 45% выше, чем у контрольной группы [126]. С другой стороны, кавеолин способствует диссоциации клаудина от клеточного цитоскелета на коротких интервалах до 2 ч кислородно-глюкозного голодания [59]. В условиях длительной ишемии (4 ч кислородно-глюкозного голодания) кавеолин способствует доставке клаудина в аутофагосому для деградации: через 4 ч кислородно-глюкозного голодания уровень клаудина в культуре эндотелиальных клеток микрососудов мозга мыши линии bEND33 падал в 3 раза, по сравнению с контролем, и не изменялся в случае ингибирования синтеза кавеолина малой интерферирующей РНК [127]. Это в совокупности способствует быстрой деградации плотных контактов, открывая МП путь к внутренней части ГЭБ, а также упрощая миграцию нейтрофилов под эндотелий.

Развитие патологических изменений в ГЭБ при инсульте часто происходит на фоне тромболитической терапии, применяющейся для экстренной реканализации сосудов головного мозга. Она представляет собой болюсное, а затем инфузионное введение сверхфизиологических доз ТПА [128], при котором его концентрация в крови увеличивается на 2–3 порядка и достигает 20–30 нМ. Цель этой терапии состоит в быстрой наработке плазмина и растворении фибриновой составляющей тромба, препятствующего нормальному кровотоку. Однако ТПА усиливает дегрануляцию МП9 из нейтрофилов [62], что ускоряет разрушение базальной мембраны при реканализации. Помимо этого, плазмин активирует МП3 [129], что опосредованно приводит к дополнительной активации МП9. Основным осложнением тромболитической терапии является геморрагическая трансформация – кровотечение в область ишемизированного мозга после инсульта, происходящая у 10–40% пациентов [130, 131]. Большие паренхиматозные гематомы и симптоматическое внутримозговое кровоизлияние вызывают наибольшую опасность, появляются у 6% пациентов после тромболитической терапии [132]. Так, проспективное мультицентровое исследование на более чем 1000 пациентах показало, что геморрагическая трансформация происходит у 13% пациентов на тромболитической терапии, у 8% пациентов на антиагрегантной терапии и у 9% пациентов на антикоагулянтной терапии [133]. При этом развитие паренхимальных кровотечений происходит у 6% пациентов на тромболитической терапии и только у 3% пациентов на антиагрегантной или антикоагулянтной терапиях.

Вслед за реканализацией начинается процесс восстановления тканей головного мозга, одним из этапов которого является ангиогенез [134, 135], который характеризуется повышением синтеза факторa роста эндотелия сосудов [136, 137]. Однако этот фактор индуцирует повышение синтеза МП9 астроцитами [138], это способствует деградации базальной мембраны, что приводит к увеличению проницаемости ГЭБ [139].

Проблемы исследования процессов, регулируемых металлопротеиназами

Общее представление о процессах, приводящих к патологическим изменениям ГЭБ, хорошо отражено в литературе, однако детали и конкретные механизмы регуляции изучены слабо. Это обусловлено рядом обстоятельств, основные из которых перечислены ниже.

В первую очередь необходимо отметить, что, хотя и считается, что на фоне инсульта происходит повышение уровня МП, особенно МП9, однако даже в том, какой уровень МП считать нормальным, нет консенсуса.

Так, в работе [140] оценивались средние плазменные уровни МП у пациентов с возрастной макулодегенерацией. Группа пациентов (15 человек, средний возраст 74 г.) сравнивалась с контрольной группой (17 пациентов, ожидающих предварительного обследования на операцию по удалению катаракты, средний возраст 76 лет). Иммуноферментный анализ показал, что в контрольной группе концентрации МП2 и MП9 в плазме крови были 7 и 3 нМ соответственно, а в группе пациентов концентрации МП2 и MП9 в плазме крови были одинаковыми – 7 нМ.

В работе, посвященной исследованию уровня МП9 у пациентов с геморрагической трансформацией после ишемического инсульта [141], сравнивались группы пациентов, перенесших ишемический инсульт с последующей геморрагической трансформацией (20 пациентов, средний возраст 72 г.), и пациентов, перенесших инсульт без геморрагической трансформации (114 пациентов, средний возраст 72 г.). Методом иммуноферментного анализа было показано, что средняя плазменная концентрация МП9 у пациентов с геморрагической трансформацией была 2 нМ, а у пациентов без геморрагической трансформации – 0.7 нМ.

В работе, посвященной исследованию уровня МП9 у пациентов с гипертензивным кризисом [142], концентрация МП9 как у группы пациентов (58 человек, средний возраст 58 лет), так и у контрольной группы (40 человек, средний возраст 43 г.) была 0.02 нМ. В работе [143] были исследованы 3186 пациента (средний возраст 62 г.) с инсультом, иммуноферментный анализ образцов сыворотки крови показал, что уровень MП9 у 25% пациентов превышает 11 нМ.

Таким образом, разброс значений измеренной концентрации MП9 в различных источниках для различных групп пациентов превышает 3 порядка.

Помимо этого, в зонах инфаркта и кровоизлияний концентрации МП, в частности, МП9, повышены по сравнению с коллатеральными областями [111], что, видимо, связано с сильной нейтрофильной инфильтрацией, так как подобного эффекта не наблюдается для МП2. Такая локализация затрудняет измерение реальной действующей концентрации МП, так как средняя концентрация в крови будет сильно зависеть от локализации и объема пораженной области, геометрии сосудистого окружения.

Также субстраты МП либо являются белками плотных контактов (окклюдин и клаудин), либо составляют базальную мембрану (ламинин, фибронектин, коллагены), то есть пространственно локализованы. Это препятствует определению их истинных концентраций, что, вместе с отсутствием информации о реальной концентрации МП, не позволяет определить эффективность процессов, регулирующих разрушение ГЭБ.

Первой фазой разрушения белков плотных контактов МП становится изменение парацеллюлярного транспорта. Физиологические процессы для парацеллюлярного транспорта малых молекул и ионов достаточно хорошо изучены, но для макромолекул такого понимания пока нет. Существует несколько гипотез, описывающих этот процесс. Так, по одной из них (модели динамических нитей) внутримембранные нити плотных контактов перестраиваются, поочередно открываясь и закрываясь, и обеспечивают медленную диффузию. Такие последовательные диффузионные барьеры могут быть образованы белковыми полимерами или инвертированными липидными цилиндрами, стабильность которых регулируется ассоциированными белками [144]. В этой модели селективность по размеру определяется расстоянием между внешними слоями двух контактирующих плазматических мембран. Другая гипотеза предполагает, что плотные контакты образуются двумя инвертированными мицеллами разного размера, а диффузия макромолекул происходит внутри более крупных мицелл, которые динамически образуются и растворяются [21].

Также предполагается, что макромолекулярный транспорт может происходить через трехклеточный контакт, в области центральной трубки, регулируемой трицеллюлином [145]. Трехклеточные контакты регулируют также диапедез Т-клеток через ГЭБ [146], а значит могут быть местом внедрения нейтрофилов под эндотелий.

Таким образом, патологические изменения в межклеточных областях с частично разрушенными в результате активности МП плотными контактами представляют особый интерес для исследований. Транспортные процессы в областях с явно выраженной редукцией одного или двух измерений (для двух- или трехклеточных контактов соответственно) могут быть одним из регуляторных механизмов, управляющих разрушением ГЭБ под действием МП.

Помимо этого, изучение начальных процессов, связанных с повышением активности МП, происходящих на ранних этапах развития ишемического инсульта, затруднено, так как характерные времена одних процессов крайне малы (начало апоптоза, диссоциация клаудина через кавеолин-зависимый сигнальный путь, миграция и дегрануляция нейтрофилов при реканализации) – порядка 10 мин, что требует регистрации изменений практически в режиме реального времени. Текущие экспериментальные методы позволяют оценить результат работы этих процессов, но не позволяют разделить эти быстрые процессы и изучить механизмы их протекания, определить локальные концентрации МП, очередность включения их источников, основные субстраты для каждого момента времени. Одновременно с этим изучение процессов, происходящих на поздних этапах ишемического инсульта, осложнено большими характерными временами – десятки дней. Таким образом, только временной промежуток до 1 дня изучен достаточно хорошо.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Разрушение ГЭБ происходит на фоне множества других процессов, протекающих параллельно с ним: лизис тромба (эндогенный или лекарственно индуцированный), вызывающего окклюзию сосуда; реканализация с сопутствующим транспортом нейтрофилов в область повреждения; нейровоспаление, вызываемое отеком, кровоизлиянием или гибелью ткани головного мозга; активация процессов репарации повреждения. Источники МП в разные моменты времени находятся по разные стороны ГЭБ, а характерные времена процесса – десятки и сотни часов.

Все это сильно лимитирует возможности каждого из типов модельных систем для объективной оценки процесса. Так, in vivo модели позволяют наблюдать целостную картину происходящего, но не дают возможности рассмотреть детали (концентрации веществ, вклады различных потоков веществ, как транспортных, так и реакционных). В моделях in vitro можно детальнее изучить управляющие механизмы, но довольно сложно воссоздать условия, необходимые и достаточные для реализации исследуемого феномена (например, какое должно быть клеточное окружение, как должны меняться внешние условия, как оценивать вклад реканализации и т.д.). В моделях in silico основным препятствием является неконкретность входных данных, таких как концентрации веществ и константы скоростей реакций.

Тем не менее исследование сложных биологических систем, таких как свертывание крови, фибринолиз, комплемент, гликолиз и др., показало, что после описательного этапа, на котором осуществляется первичный сбор информации о последовательности реакций и скоростях, их участниках и концентрациях, необходим синтетический этап, когда на основе имеющихся данных выдвигаются гипотезы о регулирующих механизмах, создаются математические модели от простых феноменологических до детальных многокомпонентных, которые дают экспериментально проверяемые предсказания о функционировании системы.

Несмотря на указанные выше сложности с созданием in silico модели, описывающей определенные аспекты протекания ишемического инсульта, наиболее перспективным на данный момент выглядит моделирование каскада активации МП, строения плотных контактов, миграции нейтрофилов и различных этапов деградации ГЭБ на начальных этапах ишемии, так как большинство экспериментальных данных было собрано именно для этого временного интервала, во время которого осуществляется рекомендованное терапевтическое вмешательство и наблюдаются побочные эффекты терапии.

Создание таких моделей позволит ускорить исследования ишемического инсульта и разработку новых подходов в терапии, так как обеспечит широкий фронт экспериментально проверяемых гипотез о регуляторных механизмах и ключевых участниках реакций, а также систематизирует огромные накопленные данные, находящиеся в достаточно разрозненном состоянии.

СОБЛЮДЕНИЕ ЭТИЧЕСКИХ СТАНДАРТОВ

В данной работе отсутствуют исследования человека или животных.

ФИНАНСИРОВАНИЕ РАБОТЫ

Данная работа финансировалась за счет средств гранта № 075-15-2021-950. Никаких дополнительных грантов на проведение или руководство данным конкретным исследованием получено не было.

КОНФЛИКТ ИНТЕРЕСОВ

Авторы данной работы заявляют, что у них нет конфликта интересов.

ВКЛАД АВТОРОВ

Концепция и оформление рисунков (А.М.Ш.), написание и редактирование текста, утверждение финального варианта статьи для публикации (Л.Ю.К. и А.М.Ш.).

×

About the authors

L. Yu. Koliaskin

Lomonosov Moscow State University

Email: alshibeko@gmail.com
Russian Federation, Moscow

A. M. Shibeko

Center for theoretical problems of physico-chemical pharmacology of the Russian Academy of Sciences; Dmitry Rogachev National Medical Research Center of Pediatric Hematology, Oncology and Immunology

Author for correspondence.
Email: alshibeko@gmail.com
Russian Federation, Moscow; Moscow

References

  1. Feigin VL, Brainin M, Norrving B, Martins S, Sacco RL, Hacke W, Fisher M, Pandian J, Lindsay P (2022) World Stroke Organization (WSO): Global Stroke Fact Sheet 2022. Int J Stroke 17: 18–29. https://doi.org/10.1177/17474930211065917
  2. Grysiewicz RA, Thomas K, Pandey DK (2008) Epidemiology of Ischemic and Hemorrhagic Stroke: Incidence, Prevalence, Mortality, and Risk Factors. Neurol Clin 26: 871–895. https://doi.org/10.1016/j.ncl.2008.07.003
  3. Woodruff TM, Thundyil J, Tang S-C, Sobey CG, Taylor SM, Arumugam TV (2011) Pathophysiology, treatment, and animal and cellular models of human ischemic stroke. Mol Neurodegener 6: 11. https://doi.org/10.1186/1750-1326-6-11
  4. Xiong Y, Wakhloo AK, Fisher M (2022) Advances in Acute Ischemic Stroke Therapy. Circ Res 130: 1230–1251. https://doi.org/10.1161/CIRCRESAHA.121.319948
  5. Thomalla G, Simonsen CZ, Boutitie F, Andersen G, Berthezene Y, Cheng B, Cheripelli B, Cho T-H, Fazekas F, Fiehler J, Ford I, Galinovic I, Gellissen S, Golsari A, Gregori J, Günther M, Guibernau J, Häusler KG, Hennerici M, Kemmling A, Marstrand J, Modrau B, Neeb L, Perez de la Ossa N, Puig J, Ringleb P, Roy P, Scheel E, Schonewille W, Serena J, Sunaert S, Villringer K, Wouters A, Thijs V, Ebinger M, Endres M, Fiebach JB, Lemmens R, Muir KW, Nighoghossian N, Pedraza S, Gerloff C (2018) MRI-Guided Thrombolysis for Stroke with Unknown Time of Onset. N Engl J Med 379: 611–622. https://doi.org/10.1056/NEJMoa1804355
  6. Thomalla G, Cheng B, Ebinger M, Hao Q, Tourdias T, Wu O, Kim JS, Breuer L, Singer OC, Warach S, Christensen S, Treszl A, Forkert ND, Galinovic I, Rosenkranz M, Engelhorn T, Köhrmann M, Endres M, Kang D-W, Dousset V, Sorensen AG, Liebeskind DS, Fiebach JB, Fiehler J, Gerloff C (2011) DWI-FLAIR mismatch for the identification of patients with acute ischaemic stroke within 4·5 h of symptom onset (PRE-FLAIR): a multicentre observational study. Lancet Neurol 10: 978–986. https://doi.org/10.1016/S1474-4422(11)70192-2
  7. Nogueira RG, Jadhav AP, Haussen DC, Bonafe A, Budzik RF, Bhuva P, Yavagal DR, Ribo M, Cognard C, Hanel RA, Sila CA, Hassan AE, Millan M, Levy EI, Mitchell P, Chen M, English JD, Shah QA, Silver FL, Pereira VM, Mehta BP, Baxter BW, Abraham MG, Cardona P, Veznedaroglu E, Hellinger FR, Feng L, Kirmani JF, Lopes DK, Jankowitz BT, Frankel MR, Costalat V, Vora NA, Yoo AJ, Malik AM, Furlan AJ, Rubiera M, Aghaebrahim A, Olivot J-M, Tekle WG, Shields R, Graves T, Lewis RJ, Smith WS, Liebeskind DS, Saver JL, Jovin TG (2018) Thrombectomy 6 to 24 Hours after Stroke with a Mismatch between Deficit and Infarct. N Engl J Med 378: 11–21. https://doi.org/10.1056/NEJMoa1706442
  8. Albers GW, Marks MP, Kemp S, Christensen S, Tsai JP, Ortega-Gutierrez S, McTaggart RA, Torbey MT, Kim-Tenser M, Leslie-Mazwi T, Sarraj A, Kasner SE, Ansari SA, Yeatts SD, Hamilton S, Mlynash M, Heit JJ, Zaharchuk G, Kim S, Carrozzella J, Palesch YY, Demchuk AM, Bammer R, Lavori PW, Broderick JP, Lansberg MG (2018) Thrombectomy for Stroke at 6 to 16 Hours with Selection by Perfusion Imaging. N Engl J Med 378: 708–718. https://doi.org/10.1056/NEJMoa1713973
  9. Hui W, Wu C, Zhao W, Sun H, Hao J, Liang H, Wang X, Li M, Jadhav AP, Han Y, Ji X (2020) Efficacy and Safety of Recanalization Therapy for Acute Ischemic Stroke With Large Vessel Occlusion. Stroke 51: 2026–2035. https://doi.org/10.1161/STROKEAHA.119.028624
  10. (1995) Tissue Plasminogen Activator for Acute Ischemic Stroke. N Engl J Med 333: 1581–1588. https://doi.org/10.1056/NEJM199512143332401
  11. Keaney J, Campbell M (2015) The dynamic blood–brain barrier. FEBS J 282: 4067–4079. https://doi.org/10.1111/febs.13412
  12. Abbott NJ, Rönnbäck L, Hansson E (2006) Astrocyte–endothelial interactions at the blood–brain barrier. Nat Rev Neurosci 7: 41–53. https://doi.org/10.1038/nrn1824
  13. Abbott NJ, Romero IA (1996) Transporting therapeutics across the blood-brain barrier. Mol Med Today 2: 106–113. https://doi.org/10.1016/1357-4310(96)88720-X
  14. Risau W, Wolburg H (1990) Development of the blood-brain barrier. Trends Neurosci 13: 174–178. https://doi.org/10.1016/0166-2236(90)90043-A
  15. Farkas E, Luiten PG (2001) Cerebral microvascular pathology in aging and Alzheimer’s disease. Prog Neurobiol 64: 611. https://doi.org/10.1016/S0301-0082(00)00068-X
  16. Kutcher ME, Herman IM (2009) The pericyte: Cellular regulator of microvascular blood flow. Microvasc Res 77: 235–246. https://doi.org/10.1016/j.mvr.2009.01.007
  17. Tamai I, Tsuji A (2000) Transporter-Mediated Permeation of Drugs Across the Blood–Brain Barrier. J Pharm Sci 89: 1371–1388. https://doi.org/10.1002/1520-6017(200011)89:11<1371::AID-JPS1>3.0.CO;2-D
  18. Thomas WE (1999) Brain macrophages: on the role of pericytes and perivascular cells. Brain Res Rev 31: 42–57. https://doi.org/10.1016/S0165-0173(99)00024-7
  19. Hellström M, Gerhardt H, Kalén M, Li X, Eriksson U, Wolburg H, Betsholtz C (2001) Lack of Pericytes Leads to Endothelial Hyperplasia and Abnormal Vascular Morphogenesis. J Cell Biol 153: 543–554. https://doi.org/10.1083/jcb.153.3.543
  20. Liebner S, Czupalla CJ, Wolburg H (2011) Current concepts of blood-brain barrier development. Int J Dev Biol 55: 467–476. https://doi.org/10.1387/ijdb.103224sl
  21. Lingaraju A, Long TM, Wang Y, Austin JR, Turner JR (2015) Conceptual barriers to understanding physical barriers. Semin Cell Dev Biol 42: 13–21. https://doi.org/10.1016/j.semcdb.2015.04.008
  22. Van Itallie CM, Holmes J, Bridges A, Gookin JL, Coccaro MR, Proctor W, Colegio OR, Ander- son JM (2008) The density of small tight junction pores varies among cell types and is increased by expression of claudin-2. J Cell Sci 121: 298–305. https://doi.org/10.1242/jcs.021485
  23. Yu ASL, Cheng MH, Angelow S, Günzel D, Kanzawa SA, Schneeberger EE, Fromm M, Coalson RD (2009) Molecular Basis for Cation Selectivity in Claudin-2–based Paracellular Pores: Identification of an Electrostatic Interaction Site. J Gen Physiol 133: 111–127. https://doi.org/10.1085/jgp.200810154
  24. Tsukita S, Furuse M, Itoh M (2001) Multifunctional strands in tight junctions. Nat Rev Mol Cell Biol 2: 285–293. https://doi.org/10.1038/35067088
  25. Walker DC, MacKenzie A, Hosford S (1994) The Structure of the Tricellular Region of Endothelial Tight Junctions of Pulmonary Capillaries Analyzed by Freeze-Fracture. Microvasc Res 48: 259–281. https://doi.org/10.1006/mvre.1994.1054
  26. Walker DC, MacKenzie A, Hulbert WC, Hogg JC (1985) A Re-Assessment of the Tricellular Region of Epithelial Cell Tight Junctions in Trachea of Guinea Pig. Cells Tissues Organs 122: 35–38. https://doi.org/10.1159/000145982
  27. Ikenouchi J, Furuse M, Furuse K, Sasaki H, Tsukita S, Tsukita S (2005) Tricellulin constitutes a novel barrier at tricellular contacts of epithelial cells. J Cell Biol 171: 939–945. https://doi.org/10.1083/jcb.200510043
  28. Furuse M, Sasaki H, Fujimoto K, Tsukita S (1998) A Single Gene Product, Claudin-1 or -2, Reconstitutes Tight Junction Strands and Recruits Occludin in Fibroblasts. J Cell Biol 143: 391–401. https://doi.org/10.1083/jcb.143.2.391
  29. Kubota K, Furuse M, Sasaki H, Sonoda N, Fujita K, Nagafuchi A, Tsukita S (1999) Ca2+-independent cell-adhesion activity of claudins, a family of integral membrane proteins localized at tight junctions. Curr Biol 9: 1035-1038. https://doi.org/10.1016/S0960-9822(99)80452-7
  30. Zihni C, Mills C, Matter K, Balda MS (2016) Tight junctions: from simple barriers to multifunctional molecular gates. Nat Rev Mol Cell Biol 17: 564–580. https://doi.org/10.1038/nrm.2016.80
  31. Itoh M, Furuse M, Morita K, Kubota K, Saitou M, Tsukita S (1999) Direct Binding of Three Tight Junction-Associated Maguks, Zo-1, Zo-2, and Zo-3, with the Cooh Termini of Claudins. J Cell Biol 147: 1351–1363. https://doi.org/10.1083/jcb.147.6.1351
  32. Umeda K, Ikenouchi J, Katahira-Tayama S, Furuse K, Sasaki H, Nakayama M, Matsui T, Tsukita S, Furuse M, Tsukita S (2006) ZO-1 and ZO-2 Independently Determine Where Claudins Are Polymerized in Tight-Junction Strand Formation. Cell 126: 741–754. https://doi.org/10.1016/j.cell.2006.06.043
  33. Arrate MP, Rodriguez JM, Tran TM, Brock TA, Cunningham SA (2001) Cloning of Human Junctional Adhesion Molecule 3 (JAM3) and Its Identification as the JAM2 Counter-receptor. J Biol Chem 276: 45826–45832. https://doi.org/10.1074/jbc.M105972200
  34. Mandell KJ, Babbin BA, Nusrat A, Parkos CA (2005) Junctional Adhesion Molecule 1 Regulates Epithelial Cell Morphology through Effects on β1 Integrins and Rap1 Activity. J Biol Chem 280: 11665–11674. https://doi.org/10.1074/jbc.M412650200
  35. Ruben GC, Yurchenco PD (1994) High resolution platinum-carbon replication of freeze-dried basement membrane. Microsc Res Tech 28: 13–28. https://doi.org/10.1002/jemt.1070280104
  36. Yao Y (2019) Basement membrane and stroke. J Cereb Blood Flow Metab 39: 3–19. https://doi.org/10.1177/0271678X18801467
  37. Paulsson M (1992) Basement Membrane Proteins: Structure, Assembly, and Cellular Interactions. Crit Rev Biochem Mol Biol 27: 93–127. https://doi.org/10.3109/10409239209082560
  38. Kim S-H, Turnbull J, Guimond S (2011) Extracellular matrix and cell signalling: the dynamic cooperation of integrin, proteoglycan and growth factor receptor. J Endocrinol 209: 139–151. https://doi.org/10.1530/JOE-10-0377
  39. Baeten KM, Akassoglou K (2011) Extracellular matrix and matrix receptors in blood–brain barrier formation and stroke. Dev Neurobiol 71: 1018–1039. https://doi.org/10.1002/dneu.20954
  40. Özen I, Deierborg T, Miharada K, Padel T, Englund E, Genové G, Paul G (2014) Brain pericytes acquire a microglial phenotype after stroke. Acta Neuropathol 128: 381–396. https://doi.org/10.1007/s00401-014-1295-x
  41. Nakagomi T, Kubo S, Nakano-Doi A, Sakuma R, Lu S, Narita A, Kawahara M, Taguchi A, Matsuyama T (2015) Brain Vascular Pericytes Following Ischemia Have Multipotential Stem Cell Activity to Differentiate Into Neural and Vascular Lineage Cells. Stem Cells 33: 1962–1974. https://doi.org/10.1002/stem.1977
  42. Armulik A, Genové G, Mäe M, Nisancioglu MH, Wallgard E, Niaudet C, He L, Norlin J, Lind- blom P, Strittmatter K, Johansson BR, Betsholtz C (2010) Pericytes regulate the blood–brain barrier. Nature 468: 557–561. https://doi.org/10.1038/nature09522
  43. Daneman R, Zhou L, Kebede AA, Barres BA (2010) Pericytes are required for blood–brain barrier integrity during embryogenesis. Nature 468: 562–566. https://doi.org/10.1038/nature09513
  44. Chen Y, Swanson RA (2003) Astrocytes and Brain Injury. J Cereb Blood Flow Metab 23(2): 137–149. https://doi.org/10.1097/00004647-200302000-00001
  45. Alvarez JI, Katayama T, Prat A (2013) Glial influence on the blood brain barrier. Glia 61: 1939–1958. https://doi.org/10.1002/glia.22575
  46. Wong AD, Ye M, Levy AF, Rothstein JD, Bergles DE, Searson PC (2013) The blood-brain barrier: an engineering perspective. Front Neuroeng 6. https://doi.org/10.3389/fneng.2013.00007
  47. Heithoff BP, George KK, Phares AN, Zuidhoek IA, Munoz-Ballester C, Robel S (2021) Astrocytes are necessary for blood–brain barrier maintenance in the adult mouse brain. Glia 69: 436–472. https://doi.org/10.1002/glia.23908
  48. Dufour A, Overall CM (2015) Subtracting Matrix Out of the Equation: New Key Roles of Matrix Metalloproteinases in Innate Immunity and Disease. In: Matrix Metalloproteinase Biology. Wiley.131–152
  49. Schultz GS, Wysocki A (2009) Interactions between extracellular matrix and growth factors in wound healing. Wound Repair Regen 17: 153–162. https://doi.org/10.1111/j.1524-475X.2009.00466.x
  50. Park JE, Keller GA, Ferrara N (1993) The vascular endothelial growth factor (VEGF) isoforms: differential deposition into the subepithelial extracellular matrix and bioactivity of extracellular matrix-bound VEGF. Mol Biol Cell 4: 1317–1326. https://doi.org/10.1091/mbc.4.12.1317
  51. Bergers G, Brekken R, McMahon G, Vu TH, Itoh T, Tamaki K, Tanzawa K, Thorpe P, Itohara S, Werb Z, Hanahan D (2000) Matrix metalloproteinase-9 triggers the angiogenic switch during carcinogenesis. Nat Cell Biol 2: 737–744. https://doi.org/10.1038/35036374
  52. Copin J, Goodyear M, Gidday JM, Shah AR, Gascon E, Dayer A, Morel DM, Gasche Y (2005) Role of matrix metalloproteinases in apoptosis after transient focal cerebral ischemia in rats and mice. Eur J Neurosci 22: 1597–1608. https://doi.org/10.1111/j.1460-9568.2005.04367.x
  53. Walker EJ, Rosenberg GA (2009) TIMP-3 and MMP-3 contribute to delayed inflammation and hippocampal neuronal death following global ischemia. Exp Neurol 216: 122–131. https://doi.org/10.1016/j.expneurol.2008.11.022
  54. Huang T, Gao D, Jiang X, Hu S, Zhang L, Fei Z (2014) Resveratrol inhibits oxygen-glucose deprivation-induced MMP-3 expression and cell apoptosis in primary cortical cells via the NF-κB pathway. Mol Med Rep 10: 1065–1071. https://doi.org/10.3892/mmr.2014.2239
  55. Malemud, Charles J (2006) Matrix metalloproteinases (MMPs) in health and disease: an overview. Front Biosci 11: 1696. https://doi.org/10.2741/1915
  56. Sternlicht MD, Werb Z (2001) How Matrix Metalloproteinases Regulate Cell Behavior. Annu Rev Cell Dev Biol 17: 463–516. https://doi.org/10.1146/annurev.cellbio.17.1.463
  57. Rosenberg GA, Kornfeld M, Estrada E, Kelley RO, Liotta LA, Stetler-Stevenson WG (1992) TIMP-2 reduces proteolytic opening of blood-brain barrier by type IV collagenase. Brain Res 576: 203–207. https://doi.org/10.1016/0006-8993(92)90681-X
  58. Yang Y, Estrada EY, Thompson JF, Liu W, Rosenberg GA (2007) Matrix Metalloproteinase-Mediated Disruption of Tight Junction Proteins in Cerebral Vessels is Reversed by Synthetic Matrix Metalloproteinase Inhibitor in Focal Ischemia in Rat. J Cereb Blood Flow Metab 27: 697–709. https://doi.org/10.1038/sj.jcbfm.9600375
  59. Liu J, Jin X, Liu KJ, Liu W (2012) Matrix Metalloproteinase-2-Mediated Occludin Degradation and Caveolin-1-Mediated Claudin-5 Redistribution Contribute to Blood–Brain Barrier Damage in Early Ischemic Stroke Stage. J Neurosci 32: 3044–3057. https://doi.org/10.1523/JNEUROSCI.6409-11.2012
  60. Sopata I, Dancewicz AM (1974) Presence of a gelatin-specific proteinase and its latent form in human leucocytes. Biochim Biophys Acta - Enzymol 370: 510–523. https://doi.org/10.1016/0005-2744(74)90112-0
  61. McColl BW, Rothwell NJ, Allan SM (2008) Systemic Inflammation Alters the Kinetics of Cerebrovascular Tight Junction Disruption after Experimental Stroke in Mice. J Neurosci 28: 9451–9462. https://doi.org/10.1523/JNEUROSCI.2674-08.2008
  62. Cuadrado E, Ortega L, Hernández-Guillamon M, Penalba A, Fernández-Cadenas I, Rosell A, Montaner J (2008) Tissue plasminogen activator (t-PA) promotes neutrophil degranulation and MMP-9 release. J Leukoc Biol 84: 207–214. https://doi.org/10.1189/jlb.0907606
  63. Wang G, Guo Q, Hossain M, Fazio V, Zeynalov E, Janigro D, Mayberg MR, Namura S (2009) Bone marrow-derived cells are the major source of MMP-9 contributing to blood–brain barrier dysfunction and infarct formation after ischemic stroke in mice. Brain Res 1294: 183–192. https://doi.org/10.1016/j.brainres.2009.07.070
  64. Zitka O, Kukacka J, Krizkov S, Huska D, Adam V, Masarik M, Prusa R, Kizek R (2010) Matrix Metalloproteinases. Curr Med Chem 17: 3751–3768. https://doi.org/10.2174/092986710793213724
  65. Mittal R, Patel AP, Debs LH, Nguyen D, Patel K, Grati M, Mittal J, Yan D, Chapagain P, Liu XZ (2016) Intricate Functions of Matrix Metalloproteinases in Physiological and Pathological Conditions. J Cell Physiol 231: 2599–2621. https://doi.org/10.1002/jcp.25430
  66. Van den Steen PE, Opdenakker G, Wormald MR, Dwek RA, Rudd PM (2001) Matrix remodelling enzymes, the protease cascade and glycosylation. Biochim Biophys Acta - Gen Subj 1528: 61–73. https://doi.org/10.1016/S0304-4165(01)00190-8
  67. Pan R, Yu K, Weatherwax T, Zheng H, Liu W, Liu KJ (2017) Blood Occludin Level as a Potential Biomarker for Early Blood Brain Barrier Damage Following Ischemic Stroke. Sci Rep 7: 40331. https://doi.org/10.1038/srep40331
  68. Asahi M, Asahi K, Jung J-C, del Zoppo GJ, Fini ME, Lo EH (2000) Role for Matrix Metalloproteinase 9 after Focal Cerebral Ischemia: Effects of Gene Knockout and Enzyme Inhibition with BB-94. J Cereb Blood Flow Metab 20: 1681–1689. https://doi.org/10.1097/00004647-200012000-00007
  69. Asahi M, Wang X, Mori T, Sumii T, Jung J-C, Moskowitz MA, Fini ME, Lo EH (2001) Effects of Matrix Metalloproteinase-9 Gene Knock-Out on the Proteolysis of Blood–Brain Barrier and White Matter Components after Cerebral Ischemia. J Neurosci 21: 7724–7732. https://doi.org/10.1523/JNEUROSCI.21-19-07724.2001
  70. Chen F, Ohashi N, Li W, Eckman C, Nguyen JH (2009) Disruptions of occludin and claudin-5 in brain endothelial cells in vitro and in brains of mice with acute liver failure. Hepatology 50: 1914–1923. https://doi.org/10.1002/hep.23203
  71. Kazmierski R, Michalak S, Wencel-Warot A, Nowinski WL (2012) Serum tight-junction proteins predict hemorrhagic transformation in ischemic stroke patients. Neurology 79: 1677–1685. https://doi.org/10.1212/WNL.0b013e31826e9a83
  72. Dagonnier M, Donnan GA, Davis SM, Dewey HM, Howells DW (2021) Acute Stroke Biomarkers: Are We There Yet? Front Neurol 12. https://doi.org/10.3389/fneur.2021.619721
  73. Verma RP, Hansch C (2007) Matrix metalloproteinases (MMPs): Chemical–biological functions and (Q)SARs. Bioorg Med Chem 15: 2223–2268. https://doi.org/10.1016/j.bmc.2007.01.011
  74. Klein T, Bischoff R (2011) Physiology and pathophysiology of matrix metalloproteases. Amino Acids 41: 271–290. https://doi.org/10.1007/s00726-010-0689-x
  75. Suzuki Y, Nagai N, Umemura K, Collen D, Lijnen HR (2007) Stromelysin-1 (MMP-3) is critical for intracranial bleeding after t-PA treatment of stroke in mice. J Thromb Haemost 5: 1732–1739. https://doi.org/10.1111/j.1538-7836.2007.02628.x
  76. Suzuki Y, Nagai N, Yamakawa K, Kawakami J, Lijnen HR, Umemura K (2009) Tissue-type plasminogen activator (t-PA) induces stromelysin-1 (MMP-3) in endothelial cells through activation of lipoprotein receptor–related protein. Blood 114: 3352–3358. https://doi.org/10.1182/blood-2009-02-203919
  77. Cunningham LA, Wetzel M, Rosenberg GA (2005) Multiple roles for MMPs and TIMPs in cerebral ischemia. Glia 50: 329–339. https://doi.org/10.1002/glia.20169
  78. Nagase H, Murphy G Tailoring TIMPs for Selective Metalloproteinase Inhibition. In: The Cancer Degradome. Springer New York. 787–810.
  79. Hamze AB, Wei S, Bahudhanapati H, Kota S, Acharya KR, Brew K (2007) Constraining specificity in the N-domain of tissue inhibitor of metalloproteinases-1; gelatinase-selective inhibitors. Protein Sci 16: 1905–1913. https://doi.org/10.1110/ps.072978507
  80. Amour A, Slocombe PM, Webster A, Butler M, Knight CG, Smith BJ, Stephens PE, Shelley C, Hutton M, Knäuper V, Docherty AJ, Murphy G (1998) TNF-α converting enzyme (TACE) is inhibited by TIMP-3. FEBS Lett 435: 39–44. https://doi.org/10.1016/S0014-5793(98)01031-X
  81. Kashiwagi M, Tortorella M, Nagase H, Brew K (2001) TIMP-3 Is a Potent Inhibitor of Aggreca- nase 1 (ADAM-TS4) and Aggrecanase 2 (ADAM-TS5). J Biol Chem 276: 12501–12504. https://doi.org/10.1074/jbc.C000848200
  82. Wang W-M, Ge G, Lim NH, Nagase H, Greenspan DS (2006) TIMP-3 inhibits the procollagen N-proteinase ADAMTS-2. Biochem J 398: 515–519. https://doi.org/10.1042/BJ20060630
  83. Reuter B, Rodemer C, Grudzenski S, Couraud P-O, Weksler B, Romero IA, Meairs S, Bugert P, Hennerici MG, Fatar M (2013) Temporal Profile of Matrix Metalloproteinases and Their Inhibitors in a Human Endothelial Cell Culture Model of Cerebral Ischemia. Cerebrovasc Dis 35: 514–520. https://doi.org/10.1159/000350731
  84. Meng L, Zhang Y, Li D, Shang X, Hao X, Chen X, Gao F (2021) TIMP3 attenuates cerebral ischemia/reperfusion-induced apoptosis and oxidative stress in neurocytes by regulating the AKT pathway. Exp Ther Med 22: 973. https://doi.org/10.3892/etm.2021.10405
  85. Schubert-Unkmeir A, Konrad C, Slanina H, Czapek F, Hebling S, Frosch M (2010) Neisseria meningitidis Induces Brain Microvascular Endothelial Cell Detachment from the Matrix and Cleavage of Occludin: A Role for MMP-8. PLoS Pathog 6: e1000874. https://doi.org/10.1371/journal.ppat.1000874
  86. Orbe J, Barrenetxe J, Rodriguez JA, Vivien D, Orset C, Parks WC, Birkland TP, Serrano R, Pur- roy A, Martinez de Lizarrondo S, Angles-Cano E, Páramo JA (2011) Matrix Metalloproteinase-10 Effectively Reduces Infarct Size in Experimental Stroke by Enhancing Fibrinolysis via a Thrombin-Activatable Fibrinolysis Inhibitor–Mediated Mechanism. Circulation 124: 2909–2919. https://doi.org/10.1161/CIRCULATIONAHA.111.047100
  87. Balbin M, Pendas AM, Uria JA, Jimenez MG, Freije JP, Lopez-Otin C (1999) Expression and regulation of collagenase-3 (MMP-13) in human malignant tumors. APMIS 107: 45–53. https://doi.org/10.1111/j.1699-0463.1999.tb01525.x
  88. Ma F, Martínez-San Segundo P, Barceló V, Morancho A, Gabriel-Salazar M, Giralt D, Montaner J, Rosell A (2016) Matrix metalloproteinase-13 participates in neuroprotection and neurorepair after cerebral ischemia in mice. Neurobiol Dis 91: 236–246. https://doi.org/10.1016/j.nbd.2016.03.016
  89. Yang Y, Rosenberg GA (2011) Blood–Brain Barrier Breakdown in Acute and Chronic Cerebrovascular Disease. Stroke 42: 3323–3328. https://doi.org/10.1161/STROKEAHA.110.608257
  90. Wang CX, Shuaib A (2007) Critical role of microvasculature basal lamina in ischemic brain injury. Prog Neurobiol 83: 140–148. https://doi.org/10.1016/j.pneurobio.2007.07.006
  91. Hamann GF, Liebetrau M, Martens H, Burggraf D, Kloss CUA, Bültemeier G, Wunderlich N, Jäger G, Pfefferkorn T (2002) Microvascular Basal Lamina Injury after Experimental Focal Cerebral Ischemia and Reperfusion in the Rat. J Cereb Blood Flow Metab 22: 526–533. https://doi.org/10.1097/00004647-200205000-00004
  92. Latour LL, Kang D, Ezzeddine MA, Chalela JA, Warach S (2004) Early blood–brain barrier disruption in human focal brain ischemia. Ann Neurol 56: 468–477. https://doi.org/10.1002/ana.20199
  93. Warach S, Latour LL (2004) Evidence of Reperfusion Injury, Exacerbated by Thrombolytic Therapy, in Human Focal Brain Ischemia Using a Novel Imaging Marker of Early Blood–Brain Barrier Disruption. Stroke 35: 2659–2661. https://doi.org/10.1161/01.STR.0000144051.32131.09
  94. Klohs J, Steinbrink J, Bourayou R, Mueller S, Cordell R, Licha K, Schirner M, Dirnagl U, Lindauer U, Wunder A (2009) Near-infrared fluorescence imaging with fluorescently labeled albumin: A novel method for non-invasive optical imaging of blood–brain barrier impairment after focal cerebral ischemia in mice. J Neurosci Methods 180: 126–132. https://doi.org/10.1016/j.jneumeth.2009.03.002
  95. Sandoval KE, Witt KA (2008) Blood-brain barrier tight junction permeability and ischemic stroke. Neurobiol Dis 32: 200–219. https://doi.org/10.1016/j.nbd.2008.08.005
  96. Lakhan SE, Kirchgessner A, Hofer M (2009) Inflammatory mechanisms in ischemic stroke: therapeutic approaches. J Transl Med 7: 97. https://doi.org/10.1186/1479-5876-7-97
  97. Mizuma A, Yenari MA (2017) Anti-Inflammatory Targets for the Treatment of Reperfusion Injury in Stroke. Front Neurol 8. https://doi.org/10.3389/fneur.2017.00467
  98. Marks-Konczalik J, Chu SC, Moss J (1998) Cytokine-mediated Transcriptional Induction of the Human Inducible Nitric Oxide Synthase Gene Requires Both Activator Protein 1 and Nuclear Factor κB-binding Sites. J Biol Chem 273: 22201–22208. https://doi.org/10.1074/jbc.273.35.22201
  99. Wang Z, Leng Y, Tsai L-K, Leeds P, Chuang D-M (2011) Valproic Acid Attenuates Blood–Brain Barrier Disruption in a Rat Model of Transient Focal Cerebral Ischemia: The Roles of HDAC and MMP-9 Inhibition. J Cereb Blood Flow Metab 31: 52–57. https://doi.org/10.1038/jcbfm.2010.195
  100. Qin W, Li J, Zhu R, Gao S, Fan J, Xia M, Zhao RC, Zhang J (2019) Melatonin protects blood-brain barrier integrity and permeability by inhibiting matrix metalloproteinase-9 via the NOTCH3/ NF-κB pathway. Aging (Albany NY) 11: 11391–11415. https://doi.org/10.18632/aging.102537
  101. Deng L, Zhang J, Chen S, Wu Y, Fan X, Zuo T, Hu Q, Jiang L, Yang S, Dong Z (2023) miR-671-5p Upregulation Attenuates Blood–Brain Barrier Disruption in the Ischemia Stroke Model Via the NF-кB/MMP-9 Signaling Pathway. Mol Neurobiol 60: 3824–3838. https://doi.org/10.1007/s12035-023-03318-7
  102. Cai H, Ma Y, Jiang L, Mu Z, Jiang Z, Chen X, Wang Y, Yang G-Y, Zhang Z (2017) Hypoxia Response Element-Regulated MMP-9 Promotes Neurological Recovery via Glial Scar Degradation and Angiogenesis in Delayed Stroke. Mol Ther 25: 1448–1459. https://doi.org/10.1016/j.ymthe.2017.03.020
  103. Abdelnaseer MM, Elfauomy NM, Esmail EH, Kamal MM, Elsawy EH (2017) Matrix Metalloproteinase-9 and Recovery of Acute Ischemic Stroke. J Stroke Cerebrovasc Dis 26: 733–740. https://doi.org/10.1016/j.jstrokecerebrovasdis.2016.09.043
  104. Samdani AF, Dawson TM, Dawson VL (1997) Nitric Oxide Synthase in Models of Focal Ischemia. Stroke 28: 1283–1288. https://doi.org/10.1161/01.STR.28.6.1283
  105. Taraboletti G, D’Ascenzoy S, Giusti I, Marchetti D, Borsotti P, Millimaggi D, Giavazzi R, Pavan A, Dolo V (2006) Bioavailability of VEGF in Tumor-Shed Vesicles Depends on Vesicle Burst Induced by Acidic pH. Neoplasia 8: 96–103. https://doi.org/10.1593/neo.05583
  106. Furuse M, Izumi Y, Oda Y, Higashi T, Iwamoto N (2014) Molecular organization of tricellular tight junctions. Tissue Barriers 2: e28960. https://doi.org/10.4161/tisb.28960
  107. Eum SY, Jaraki D, Bertrand L, András IE, Toborek M (2014) Disruption of epithelial barrier by quorum-sensing N -3-(oxododecanoyl)-homoserine lactone is mediated by matrix metalloproteinases. Am J Physiol Liver Physiol 306: G992–G1001. https://doi.org/10.1152/ajpgi.00016.2014
  108. Rosenberg GA (1999) Ischemic brain edema. Prog Cardiovasc Dis 42: 209–216. https://doi.org/10.1016/S0033-0620(99)70003-4
  109. Zozulya A, Weidenfeller C, Galla H-J (2008) Pericyte–endothelial cell interaction increases MMP-9 secretion at the blood–brain barrier in vitro. Brain Res 1189: 1–11. https://doi.org/10.1016/j.brainres.2007.10.099
  110. Mostafa Mtairag E (2001) Effects of interleukin-10 on monocyte/endothelial cell adhesion and MMP-9/TIMP-1 secretion. Cardiovasc Res 49: 882–890. https://doi.org/10.1016/S0008-6363(00)00287-X
  111. Rosell A, Cuadrado E, Ortega-Aznar A, Hernández-Guillamon M, Lo EH, Montaner J (2008) MMP-9–Positive Neutrophil Infiltration Is Associated to Blood–Brain Barrier Breakdown and Basal Lamina Type IV Collagen Degradation During Hemorrhagic Transformation After Human Ischemic Stroke. Stroke 39: 1121–1126. https://doi.org/10.1161/STROKEAHA.107.500868
  112. Turner RJ, Sharp FR (2016) Implications of MMP9 for Blood Brain Barrier Disruption and Hemorrhagic Transformation Following Ischemic Stroke. Front Cell Neurosci 10. https://doi.org/10.3389/fncel.2016.00056
  113. Huang J, Upadhyay UM, Tamargo RJ (2006) Inflammation in stroke and focal cerebral ischemia. Surg Neurol 66: 232–245. https://doi.org/10.1016/j.surneu.2005.12.028
  114. Underly RG, Levy M, Hartmann DA, Grant RI, Watson AN, Shih AY (2017) Pericytes as Inducers of Rapid, Matrix Metalloproteinase-9-Dependent Capillary Damage during Ischemia. J Neurosci 37: 129–140. https://doi.org/10.1523/JNEUROSCI.2891-16.2016
  115. Mun-Bryce S, Lukes A, Wallace J, Lukes-Marx M, Rosenberg GA (2002) Stromelysin-1 and gelatinase A are upregulated before TNF-α in LPS-stimulated neuroinflammation. Brain Res 933: 42–49. https://doi.org/10.1016/S0006-8993(02)02303-X
  116. Gurney KJ, Estrada EY, Rosenberg GA (2006) Blood–brain barrier disruption by stromelysin-1 facilitates neutrophil infiltration in neuroinflammation. Neurobiol Dis 23: 87–96. https://doi.org/10.1016/j.nbd.2006.02.006
  117. Toth M, Chvyrkova I, Bernardo MM, Hernandez-Barrantes S, Fridman R (2003) Pro-MMP-9 activation by the MT1-MMP/MMP-2 axis and MMP-3: role of TIMP-2 and plasma membranes. Biochem Biophys Res Commun 308: 386–395. https://doi.org/10.1016/S0006-291X(03)01405-0
  118. Wolburg H, Lippoldt A (2002) Tight junctions of the blood–brain barrier. Vascul Pharmacol 38: 323–337. https://doi.org/10.1016/S1537-1891(02)00200-8
  119. Yamamoto M, Ramirez SH, Sato S, Kiyota T, Cerny RL, Kaibuchi K, Persidsky Y, Ikezu T (2008) Phosphorylation of Claudin-5 and Occludin by Rho Kinase in Brain Endothelial Cells. Am J Pathol 172: 521–533. https://doi.org/10.2353/ajpath.2008.070076
  120. Gurnik S, Devraj K, Macas J, Yamaji M, Starke J, Scholz A, Sommer K, Di Tacchio M, Vutukuri R, Beck H, Mittelbronn M, Foerch C, Pfeilschifter W, Liebner S, Peters KG, Plate KH, Reiss Y (2016) Angiopoietin-2-induced blood–brain barrier compromise and increased stroke size are rescued by VE-PTP-dependent restoration of Tie2 signaling. Acta Neuropathol 131: 753–773. https://doi.org/10.1007/s00401-016-1551-3
  121. Truong TQ, Aubin D, Bourgeois P, Falstrault L, Brissette L (2006) Opposite effect of caveolin-1 in the metabolism of high-density and low-density lipoproteins. Biochim Biophys Acta - Mol Cell Biol Lipids 1761: 24–36. https://doi.org/10.1016/j.bbalip.2005.12.004
  122. Frank PG, Cheung MW-C, Pavlides S, Llaverias G, Park DS, Lisanti MP (2006) Caveolin-1 and regulation of cellular cholesterol homeostasis. Am J Physiol Circ Physiol 291: H677–H686. https://doi.org/10.1152/ajpheart.01092.2005
  123. Sowa G (2012) Regulation of Cell Signaling and Function by Endothelial Caveolins: Implications in Disease. Transl Med Suppl 8: 001. https://doi.org/10.4172/2161-1025.S8-001
  124. Virgintino D, Robertson D, Errede M, Benagiano V, Tauer U, Roncali L, Bertossi M (2002) Expression of caveolin-1 in human brain microvessels. Neuroscience 115: 145–152. https://doi.org/10.1016/S0306-4522(02)00374-3
  125. Cameron PL, Ruffin JW, Bollag R, Rasmussen H, Cameron RS (1997) Identification of Caveolin and Caveolin-Related Proteins in the Brain. J Neurosci 17: 9520–9535. https://doi.org/10.1523/JNEUROSCI.17-24-09520.1997
  126. Gu Y, Zheng G, Xu M, Li Y, Chen X, Zhu W, Tong Y, Chung SK, Liu KJ, Shen J (2012) Caveolin-1 regulates nitric oxide-mediated matrix metalloproteinases activity and blood-brain barrier permeability in focal cerebral ischemia and reperfusion injury. J Neurochem 120: 147–156. https://doi.org/10.1111/j.1471-4159.2011.07542.x
  127. Liu J, Weaver J, Jin X, Zhang Y, Xu J, Liu KJ, Li W, Liu W (2016) Nitric Oxide Interacts with Caveolin-1 to Facilitate Autophagy-Lysosome-Mediated Claudin-5 Degradation in Oxygen-Glucose Deprivation-Treated Endothelial Cells. Mol Neurobiol 53: 5935–5947. https://doi.org/10.1007/s12035-015-9504-8
  128. Tanswell P, Tebbe U, Neuhaus KL, Gläsle-Schwarz L, Wojcik J, Seifried E (1992) Pharmacokinetics and fibrin specificity of alteplase during accelerated infusions in acute myocardial infarction. J Am Coll Cardiol 19: 1071–1075. https://doi.org/10.1016/0735-1097(92)90297-z
  129. Hahn-Dantona E, Ramos-Desimone N, Sipley J, Nagase H, French DL, Quigley JP (1999) Activation of ProMMP-9 by a Plasmin/MMP-3 Cascade in a Tumor Cell Model: Regulation by Tissue Inhibitors of Metalloproteinases. Ann N Y Acad Sci 878: 372–387. https://doi.org/10.1111/j.1749-6632.1999.tb07696.x
  130. Terruso V, D’Amelio M, Di Benedetto N, Lupo I, Saia V, Famoso G, Mazzola MA, Aridon P, Sarno C, Ragonese P, Savettieri G (2009) Frequency and Determinants for Hemorrhagic Transformation of Cerebral Infarction. Neuroepidemiology 33: 261–265. https://doi.org/10.1159/000229781
  131. England TJ, Bath PMW, Sare GM, Geeganage C, Moulin T, O’Neill D, Woimant F, Christensen H, De Deyn P, Leys D, Ringelstein EB (2010) Asymptomatic Hemorrhagic Transformation of Infarction and Its Relationship With Functional Outcome and Stroke Subtype. Stroke 41: 2834–2839. https://doi.org/10.1161/STROKEAHA.109.573063
  132. Charbonnier G, Bonnet L, Biondi A, Moulin T (2021) Intracranial Bleeding After Reperfusion Therapy in Acute Ischemic Stroke. Front Neurol 11. https://doi.org/10.3389/fneur.2020.629920
  133. Paciaroni M, Agnelli G, Corea F, Ageno W, Alberti A, Lanari A, Caso V, Micheli S, Bertolani L, Venti M, Palmerini F, Biagini S, Comi G, Previdi P, Silvestrelli G (2008) Early Hemorrhagic Transformation of Brain Infarction: Rate, Predictive Factors, and Influence on Clinical Outcome. Stroke 39: 2249–2256. https://doi.org/10.1161/STROKEAHA.107.510321
  134. Szpak GM, Lechowicz W, Lewandowska E, Bertrand E, Wierzba-Bobrowicz T, Dymecki J (1999) Border zone neovascularization in cerebral ischemic infarct. Folia Neuropathol 37: 264–268.
  135. Li W-L, Fraser JL, Yu SP, Zhu J, Jiang Y-J, Wei L (2011) The role of VEGF/VEGFR2 signaling in peripheral stimulation-induced cerebral neurovascular regeneration after ischemic stroke in mice. Exp Brain Res 214: 503–513. https://doi.org/10.1007/s00221-011-2849-y
  136. Adamczak JM, Schneider G, Nelles M, Que I, Suidgeest E, van der Weerd L, Lawik C, Hoehn M (2014) In vivo bioluminescence imaging of vascular remodeling after stroke. Front Cell Neurosci 8. https://doi.org/10.3389/fncel.2014.00274
  137. Matsuo R, Ago T, Kamouchi M, Kuroda J, Kuwashiro T, Hata J, Sugimori H, Fukuda K, Gotoh S, Makihara N, Fukuhara M, Awano H, Isomura T, Suzuki K, Yasaka M, Okada Y, Kiyohara Y, Kitazono T (2013) Clinical significance of plasma VEGF value in ischemic stroke - research for biomarkers in ischemic stroke (REBIOS) study. BMC Neurol 13: 32. https://doi.org/10.1186/1471-2377-13-32
  138. Shan Y, Tan S, Lin Y, Liao S, Zhang B, Chen X, Wang J, Deng Z, Zeng Q, Zhang L, Wang Y, Hu X, Qiu W, Peng L, Lu Z (2019) The glucagon-like peptide-1 receptor agonist reduces inflammation and blood-brain barrier breakdown in an astrocyte-dependent manner in experimental stroke. J Neuroinflammat 16: 242. https://doi.org/10.1186/s12974-019-1638-6
  139. Valable S, Montaner J, Bellail A, Berezowski V, Brillault J, Cecchelli R, Divoux D, MacKenzie ET, Bernaudin M, Roussel S, Petit E (2005) VEGF-Induced BBB Permeability is Associated with an MMP-9 Activity Increase in Cerebral ischemia: Both Effects Decreased by ANG-1. J Cereb Blood Flow Metab 25: 1491–1504. https://doi.org/10.1038/sj.jcbfm.9600148
  140. Chau KY, Sivaprasad S, Patel N, Donaldson TA, Luthert PJ, Chong N V (2007) Plasma levels of matrix metalloproteinase-2 and -9 (MMP-2 and MMP-9) in age-related macular degeneration. Eye 21: 1511–1515. https://doi.org/10.1038/sj.eye.6702722
  141. Castellanos M, Leira R, Serena J, Pumar JM, Lizasoain I, Castillo J, Dávalos A (2003) Plasma Metalloproteinase-9 Concentration Predicts Hemorrhagic Transformation in Acute Ischemic Stroke. Stroke 34: 40–46. https://doi.org/10.1161/01.STR.0000046764.57344.31
  142. Valente FM, de Andrade DO, Cosenso-Martin LN, Cesarino CB, Guimarães SM, Guimarães VB, Lacchini R, Tanus-Santos JE, Yugar-Toledo JC, Vilela-Martin JF (2020) Plasma levels of matrix metalloproteinase-9 are elevated in individuals with hypertensive crisis. BMC Cardiovasc Disord 20: 132. https://doi.org/10.1186/s12872-020-01412-5
  143. Zhong C, Yang J, Xu T, Xu T, Peng Y, Wang A, Wang J, Peng H, Li Q, Ju Z, Geng D, Zhang Y, He J (2017) Serum matrix metalloproteinase-9 levels and prognosis of acute ischemic stroke. Neurology 89: 805–812. https://doi.org/10.1212/WNL.0000000000004257
  144. Steed E, Balda MS, Matter K (2010) Dynamics and functions of tight junctions. Trends Cell Biol 20: 142–149. https://doi.org/10.1016/j.tcb.2009.12.002
  145. Krug SM, Amasheh S, Richter JF, Milatz S, Günzel D, Westphal JK, Huber O, Schulzke JD, Fromm M (2009) Tricellulin Forms a Barrier to Macromolecules in Tricellular Tight Junctions without Affecting Ion Permeability. Mol Biol Cell 20: 3713–3724. https://doi.org/10.1091/mbc.e09-01-0080
  146. Castro Dias M, Odriozola Quesada A, Soldati S, Bösch F, Gruber I, Hildbrand T, Sönmez D, Khire T, Witz G, McGrath JL, Piontek J, Kondoh M, Deutsch U, Zuber B, Engelhardt B (2021) Brain endothelial tricellular junctions as novel sites for T cell diapedesis across the blood–brain barrier. J Cell Sci 134. https://doi.org/10.1242/jcs.253880

Supplementary files

Supplementary Files
Action
1. JATS XML
Download
2. Fig. 1. Blood-brain barrier and tight junction. (a) Schematic drawing of the blood-brain barrier in longitudinal section, showing the endothelium, basement membrane, pericytes, astrocytes, and tight junctions. (b) – Schematic representation of a tight junction, showing the main structural proteins: claudin (green), occludin (purple) and junctional adhesion molecules (red).

Download (338KB)
Indexing metadata
3. Fig. 2. Schematic representation of the junction of three endothelial cells (a) and the three-cell tight junction formed at this place (b). The arrow marks the petal of the cell overlying the other two at the site of tricellular contact. Orange is the central tube of the tricellular tight junction. Shown in green are claudin fibrils forming strands of bicellular tight junctions that approach the central tube. Purple color – occludins, which are involved in the formation of tight junctions between two and three cells. The pink color is tricellulin, the main structural protein of the three-cell tight junction, which, however, is also found in two-cell junctions.

Download (355KB)
Indexing metadata
4. Fig. 3. Scheme of the sequence of the main processes occurring during ischemic stroke. Ischemic stroke induces MP2 synthesis by endothelial cells; MP2 disrupts tight junctions, leading to increased BBB permeability to water, ions, and small molecules. Recanalization leads to the appearance in the affected area of ​​neutrophils that can penetrate under the endothelium; neutrophils degranulate pro-MP9, which, once activated, destroys the basement membrane as well as tight junctions. Pericytes secrete MP3 and pro-MP3, which, after activation, becomes the main activator of MP9. Significant destruction of the BBB occurs, and macromolecules and blood cells can penetrate into the resulting gaps. Restoration of the integrity of the BBB occurs against the background of brain repair processes, accompanied by angiogenesis and matrix remodeling, during which pericytes produce pro-MP9, which, after activation, can lead to disruption of the integrity of the BBB.

Download (395KB)
Indexing metadata

Copyright (c) 2024 Russian Academy of Sciences

Согласие на обработку персональных данных с помощью сервиса «Яндекс.Метрика»

1. Я (далее – «Пользователь» или «Субъект персональных данных»), осуществляя использование сайта https://journals.rcsi.science/ (далее – «Сайт»), подтверждая свою полную дееспособность даю согласие на обработку персональных данных с использованием средств автоматизации Оператору - федеральному государственному бюджетному учреждению «Российский центр научной информации» (РЦНИ), далее – «Оператор», расположенному по адресу: 119991, г. Москва, Ленинский просп., д.32А, со следующими условиями.

2. Категории обрабатываемых данных: файлы «cookies» (куки-файлы). Файлы «cookie» – это небольшой текстовый файл, который веб-сервер может хранить в браузере Пользователя. Данные файлы веб-сервер загружает на устройство Пользователя при посещении им Сайта. При каждом следующем посещении Пользователем Сайта «cookie» файлы отправляются на Сайт Оператора. Данные файлы позволяют Сайту распознавать устройство Пользователя. Содержимое такого файла может как относиться, так и не относиться к персональным данным, в зависимости от того, содержит ли такой файл персональные данные или содержит обезличенные технические данные.

3. Цель обработки персональных данных: анализ пользовательской активности с помощью сервиса «Яндекс.Метрика».

4. Категории субъектов персональных данных: все Пользователи Сайта, которые дали согласие на обработку файлов «cookie».

5. Способы обработки: сбор, запись, систематизация, накопление, хранение, уточнение (обновление, изменение), извлечение, использование, передача (доступ, предоставление), блокирование, удаление, уничтожение персональных данных.

6. Срок обработки и хранения: до получения от Субъекта персональных данных требования о прекращении обработки/отзыва согласия.

7. Способ отзыва: заявление об отзыве в письменном виде путём его направления на адрес электронной почты Оператора: info@rcsi.science или путем письменного обращения по юридическому адресу: 119991, г. Москва, Ленинский просп., д.32А

8. Субъект персональных данных вправе запретить своему оборудованию прием этих данных или ограничить прием этих данных. При отказе от получения таких данных или при ограничении приема данных некоторые функции Сайта могут работать некорректно. Субъект персональных данных обязуется сам настроить свое оборудование таким способом, чтобы оно обеспечивало адекватный его желаниям режим работы и уровень защиты данных файлов «cookie», Оператор не предоставляет технологических и правовых консультаций на темы подобного характера.

9. Порядок уничтожения персональных данных при достижении цели их обработки или при наступлении иных законных оснований определяется Оператором в соответствии с законодательством Российской Федерации.

10. Я согласен/согласна квалифицировать в качестве своей простой электронной подписи под настоящим Согласием и под Политикой обработки персональных данных выполнение мною следующего действия на сайте: https://journals.rcsi.science/ нажатие мною на интерфейсе с текстом: «Сайт использует сервис «Яндекс.Метрика» (который использует файлы «cookie») на элемент с текстом «Принять и продолжить».