Decolorization of Dyes in the Bioelectrochemical System Depending on the Immobilization of  Shewanella oneidensis  MR-1 Cells on the Anode Surface and Electrical Stimulation of the External Circuit

A. A. Samkov; Самков А. А.; Yu. A. Chugunova; Чугунова Ю. А.; M. N. Kruglova; Круглова М. Н.; E. V. Moiseeva; Моисеева Е. В.; N. N. Volchenko; Волченко Н. Н.; A. A. Khudokormov; Худокормов А. А.; S. M. Samkova; Самкова С. М.; E. V. Karaseva; Карасева Э. В.

doi:10.31857/S0555109923020125

Обесцвечивание красителей в биоэлектрохимической системе при иммобилизации клеток Shewanella oneidensis MR-1 на поверхности анода и электрической стимуляции внешней цепи

Авторы: Самков А.А.¹, Чугунова Ю.А.¹^,2, Круглова М.Н.¹, Моисеева Е.В.¹, Волченко Н.Н.¹, Худокормов А.А.¹, Самкова С.М.¹, Карасева Э.В.¹
Учреждения:
1. Кубанский государственный университет
2. Кубанский государственный медицинский университет
Выпуск: Том 59, № 2 (2023)
Страницы: 191-199
Раздел: Статьи
URL: https://bakhtiniada.ru/0555-1099/article/view/138758
DOI: https://doi.org/10.31857/S0555109923020125
EDN: https://elibrary.ru/LVGKHT
ID: 138758

Цитировать

Полный текст

Аннотация
Об авторах
Список литературы
Дополнительные файлы
Статистика

Аннотация

Обнаружено влияние полярности электрической стимуляции внешней цепи биоэлектрохимической системы, а также иммобилизации на аноде клеток Shewanella oneidensis MR-1, содержащих ген пероксидаз класса DyP, на скорость обесцвечивания красителей разных типов. Для красителя трифенилметанового кристаллического фиолетового максимальная скорость обесцвечивания суспендированными клетками S. oneidensis MR-1 составила 2.05 ± 0.07 мкМ/ч и наблюдалась при подключении источника постоянного напряжения 1.2 В прямой полярности. Минимальные скорости наблюдались в случае обратной полярности подключения. При иммобилизации клеток на аноде удельная скорость обесцвечивания была выше, достигая 2.91 ± 0.09 мкМ/ч и не снижалась при повышении концентрации субстрата. Наименьшие показатели также были отмечены для обратного подключения источника напряжения. При обесцвечивании азокрасителя конго красного, максимальные значения скорости отмечены для источника с прямым подключением ионистора и при разомкнутой цепи (0.26 ± 0.01 и 0.29 ± ± 0.02 мкМ/ч соответственно), минимальное значение 0.11 ± 0.02 мкМ/ч наблюдали для обратного подключения. Для продуктов биоэлектрокаталитического обесцвечивания кристаллического фиолетового обнаружено значительное снижение интенсивности главного пика поглощения, соответствующего полосе 590 нм, практически без гипсохромного сдвига. О качественных изменениях состава продуктов обесцвечивания говорит появление нового максимума поглощения в районе 360 нм для варианта с прямой полярностью подключения ионистора. Результаты могут представлять интерес для разработки новых методов биоэлектрохимической очистки.

Ключевые слова

биоэлектрохимическая система, Shewanella oneidensis MR-1, кристаллический фиолетовый, конго красный, биоэлектрокатализ, обесцвечивание, анод, микробный топливный элемент

Список литературы

Дебабов В.Г. // Микробиология. 2008. Т. 77. № 2. С. 149–157.
Решетилов А.Н. // Прикл. биохимия и микробиология. 2015. Т. 51. № 2. С. 268–274.
Li W.-W., Yu H.-Q. // Biotechnol. Adv. 2015. V. 33. P. 1–12.
Алферов С.В., Арляпов В.А., Алферов В.А., Решетилов А.Н. // Прикл. биохимия и микробиология. 2018. Т. 54. № 6. С. 637–643.
Самков А.А., Волченко Н.Н., Худокормов А.А., Калашников А.А., Веселовская М.В. // Политематический сетевой электронный научный журн. Кубанского государственного аграрного университета. 2014. № 101. С. 496–510.
Idris M.O., Kim H.-C., Yaqoob A.A., Ibrahim M.N.M. // Sust. Energy Technol. Assess. 2022. V. 52. B. 102183.
Obileke Ke C., Onyeaka H., Meyer E.L., Nwoko N. // Electrochem. Commun. 2021. V. 125. P. 1–14.
Wang X., Hu J., Chen Q., Zhang P., Wu L., Li J. et al. // Water Res. 2019. V. 156. P. 125–135.
Zhi Z., Pan Y.,Lu X., Wang J., Zhen G. // Sci. Total Environ. 2022. V. 814.https://doi.org/10.1016/j.scitotenv.2021.152736
Wang X., Wan G., Shi L., Gao X., Zhang X., Li X., Zhao J., Sha B., Huang Z. // Environ. Sci. Pollut. Res. 2019. V. 26. P. 31449–31462. https://doi.org/10.1007/s11356-019-05670-5
Воейкова Т.А., Емельянова Л.К., Новикова Л.М., Мордкович Н.Н., Шакулов Р.С., Дебабов В.Г. // Микробиология. 2012. Т. 81. № 3. С. 339–344.
Воейкова Т.А., Емельянова Л.К., Новикова Л.М., Шакулов Р.С., Сидорук К.В., Смирнов И.А. и др. // Микробиология. 2013. Т. 82. № 4. С. 402–407.
Хмелевцова Л.Е., Сазыкин И.С., Ажогина Т.Н., Сазыкина М.А. // Прикл. биохимия и микробиология. 2020. Т. 56. № 4. С. 327–335.
Yang C., Zhang J., Zhang B., Liu D., Jia J., Li F., Song H. // Synth. Syst. Biotechnol. 2022. V. 7. P. 918–927.
Hong Y., Guo J., Xu Z., Mo C., Xu M., Sun G. // Appl. Microbiol. Biotechnol. 2007. V. 75. P. 647–654.
Xiao X., Xu C.-C., Wu Y.-M., Cai P.-J., Li W.-W., Du D.-L., Yu H.-Q. // Bioresour. Technol. 2012. V. 110. P. 86–90.
Lizárraga W.C., Mormontoy C.G., Calla H., Castaneda M., Taira M., Garcia R., Marín C., Abanto M., Ramirez P. // Biotechnol. Rep. 2022. V. 33. P. 1–7.
Shi J., Zhao S., Yu X., Zhou T., Khan A., Yu Z., Feng P., Wang J., Liu P., LiX. // Int. J. Hydrog. Energy. 2019. V. 44. P. 10091–10101.
Ivanova E.P. // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2004. V. 54. P. 1773–1788.
Bose S., Hochell M.F. Jr., Gorby Y.A., Kennedy D.W., McCready D.E., Madden A.S., Lower B.H. // Geochim. Cosmochim. Acta. 2009. V. 73. P. 962–976.
Фалина И.В., Самков А.А., Волченко Н.Н. // Наука Кубани. 2017. № 2. С. 4–11.
Berezina N.P., Timofeev S.V., Kononenko // J. Membr. Sci. 2002. V. 209. P. 509–518.
Jadhav G.S., Ghangrekar M.M. // Bioresour. Technol. 2009. V. 100. P. 717–723.
Tian J.-H., Pourcher A.-M., Klingelschmitt F., Le Roux S., Peu P. // J. Microbiol. Methods. 2016. V. 130. P. 148–153.
Самков А.А., Джимак С.С., Барышев М.Г., Волченко Н.Н., Худокормов А.А., Самкова С.М., Карасева Э.В. // Биофизика. 2015. Т. 60. № 1. С. 136–142.
Самков А.А., Волченко Н.Н., Худокормов А.А., Самкова С.М., Карасева Э.В. // Теоретическая и прикладная экология. 2021. № 1. С. 194–202.
Chhabra M., Mishra S., Sreekrishnan T.R. // J. Biotechnol. 2009. V. 143. P. 69–78.
Singh R., Eltis L.D. // Arch. Biochem. Biophys. 2015. V. 574. P. 56–65.
Lončar N., Colpa D.I., Fraaije M.W. // Tetrahedron. 2016. V. 72. P. 7276–7281.
Zhang Y., Ren J., Wang Q., Wang S., Li S., Li H. // Biochem. Eng. J. 2021. V. 168. P. 1–8.
Kalyani D.C., Patil P.S., Jadhav J.P., Govindwar S.P. // Bioresour. Technol. 2008. V. 99. P. 4635–4641.
Sathishkumar P., Balan K. Palvannan T., Kamala–Kannan S., Oh B.-T., Rodríguez–Couto S. // Clean (Weinh). 2013. V. 41. P. 665–672.
Chen C.-H., Chang C.-F., Ho C.-H., Tsai T.-L., Liu S.-M. // Chemosphere. 2008. V. 72. P. 1712–1720.
Емашова Н.А., Котова И.Б., Нетрусов А.И., Калюжный С.В. // Прикл. биохимия и микробиология. 2009. Т. 45. С. 195–201.
Li C., Luo M., Zhou S., He H., Cao J., Luo J., Fang F. // Int. J. Hydrog. Energy. 2020. V. 45. P. 29417–29429.