Epigenetic Phenomenon of Paramutation in Plants and Animals (Review)

Cover Page

Cite item

Full Text

Abstract

The phenomenon of paramutation describes the interaction between two alleles, in which one allele initiates inherited epigenetic conversion of another allele without affecting the DNA sequence. Epigenetic transformations due to paramutation are accompanied by a change in the DNA and/or histone methylation patterns, affecting gene expression. Studies of paramutation in plants and animals have identified small non-coding RNAs as the main effector molecules required for the initiation of epigenetic changes in gene loci. Due to the fact that small non-coding RNAs can be transmitted across generations, the paramutation effect can be inherited and maintained in a population. In this review, we will systematically analyse the examples of paramutation in different living systems described so far, highlighting common and different molecular and genetic aspects of paramutation between organisms, and consider the role of this phenomenon in evolution.

Full Text

Принятые сокращения: дцРНК – двухцепочечная РНК; МЭ – мобильные генетические элементы; нт. – нуклеотид; piРНК – короткие некодирующие РНК, ассоциированные с белком Piwi; siРНК – короткие интерферирующие РНК; Pol – ДНК-зависимая РНК-полимераза; RdDM – РНК-направленное метилирование ДНК; RdRP – РНК-зависимая РНК-полимераза; TSE – эффект транс-сайленсинга.

ВВЕДЕНИЕ

В настоящее время пристальный интерес ученых вызывает относительно молодая область молекулярной биологии, эпигенетика, исследующая механизмы изменения активности генов, не затрагивающие последовательность ДНК. Долгое время считалось, что наследование признаков происходит только путем передачи генетического материала в поколениях, а условия окружающей среды служат способом тестирования генетических вариантов и их отбора. За последние 20 лет открытие механизмов, в результате которых происходят изменения хроматина в ответ на физиологические и патологические факторы, превратили наши знания об эпигенетике из коллекции любопытных биологических явлений в самостоятельное направление биологических исследований. В области эпигенетики исследуются такие явления, как парамутация, геномный импринтинг, эффект положения, а также подавление экспрессии мобильных генетических элементов (МЭ). Данный обзор посвящен систематическому анализу накопленных сведений о механизмах парамутации, а также сравнению особенностей этого эпигенетического феномена у животных и растений.

Термином «парамутация» описывают взаимодействие между двумя аллелями, при котором один из аллелей (парамутагенный аллель) вызывает наследуемые эпигенетические модификации в другом аллеле (парамутабельный аллель) (рис. 1, а) [1–4]. Взаимодействие аллелей при парамутации не приводит к изменению последовательности ДНК, поэтому данный процесс приводит к нетипичному наследованию признаков у организмов. Парамутация является одной из форм неменделевского наследования. В этом случае при скрещивании гетерозиготных особей не происходит расщепление признаков, согласно второму закону Менделя, и все потомство обладает фенотипом одного из родителей – носителя парамутагенного аллеля (рис. 1, а). Эпигенетическое преобразования аллелей при парамутации приводит к транскрипционному сайленсингу геномных локусов. При этом парамутабельный аллель приобретает свойства парамутагенного и может самостоятельно инициировать эпигенетическое преобразование гомологичного аллеля в следующих поколениях. Парамутагенный эффект может обладать чрезвычайной стабильностью и сохраняться на протяжении многих поколений, причем парамутированный аллель сохраняет приобретенные свойства даже при отсутствии в геноме исходного парамутагенного аллеля [1–4].

 

Рис. 1. Сравнение классического наследования признаков по Менделю и при парамутации на примере локуса b1 у кукурузы. а – Классическое расщепление признаков в потомстве гибридов первого и второго поколений в соответствии с первым и вторым законами Менделя (сверху); возникновение в результате парамутации аллеля а′, который имеет фенотип «А», при этом фенотип «а» исчезает и больше не проявляется в поколениях (снизу). Красный цвет – фенотип «А», голубой цвет – фенотип «а». б – Взаимодействие аллелей B-I (фиолетовый фенотип) и B′ (зеленый фенотип) приводит к формированию аллеля B′* и проявлению только «зеленого фенотипа» в потомстве первого поколения (F1). При дальнейшем скрещивании растений F1 между собой или при проведении возвратного скрещивания с гомозиготным родителем B-I все потомство будет также иметь «зеленый фенотип» независимо от генотипа родителей

 

Таким образом, можно выделить три ключевые особенности парамутации: (1) изменение транскрипционной активности локуса не связано с изменением последовательности ДНК и осуществляется с помощью эпигенетических механизмов; (2) транскрипционная активность локуса вследствие парамутации передается следующим поколениям даже при отсутствии исходного парамутагенного аллеля в геноме; (3) геномный локус приобретает свойства исходного парамутагенного аллеля и способен также изменять активность гомологичных последовательностей в следующих поколениях [1–4].

ПАРАМУТАЦИЯ У РАСТЕНИЙ

Исторически феномен парамутации впервые был открыт у растений. В 1915 г., проводя генетические опыты на садовом горохе Pisum sativum, Bateson и Pellew [5] обнаружили растения с уменьшенными листьями и побегами и назвали этот фенотип «rogue». При скрещивании растений с фенотипом «rogue» с растениями дикого типа во всех последующих поколениях проявлялся только фенотип «rogue». Однако в то время это открытие прошло незаметно и долгое время оставалось практически единственным примером неменделевского наследования признаков.

Впервые термин парамутация был предложен в 1950-х гг. Brink [6, 7] при описании взаимодействия аллелей, отвечающих за окраску стеблей, листьев и семян кукурузы. Позже парамутагенные локусы были обнаружены у других растений, например, у декоративного растения Энотера и у томата [8, 9]. Далее, в нашем обзоре парамутация у растений будет подробно рассмотрена у кукурузы, для которой наиболее полно изучены молекулярно-генетические особенности данного эпигенетического феномена.

У кукурузы описано 5 парамутагенных локусов: r1 (red1, coloured 1), b1 (booster 1), pl1 (purple plant 1), p1 (pericarp color 1) и локус lpa1 (low phytic acid 1). Гены r1, b1, pl1 и p1 кодируют факторы транскрипции, участвующие в регуляции биосинтеза флавоноидов и антоцианов в растительных тканях, тогда как lpa1 кодирует белок ZmMRP4 (multidrug resistance-associated proteins 4), участвующий в транспорте и запасании фитиновой кислоты в семенах растения [3, 10, 11]. Классический пример парамутации у кукурузы был описан в локусе b1, содержащем единственный ген, продукт которого определяет окраску стеблей растений. Для растений, гомозиготных по аллелю B-I (Booster-Intense), характерна высокая экспрессия гена b1, при которой стебли имеют темно-фиолетовую окраску. Другой аллель (B′) имеет слабую экспрессию b1, и растения, гомозиготные по этому аллелю, имеют окраску стеблей близкую к зеленой вследствие низкого содержания пигмента (рис. 1, б). При скрещивании растений B-I (фиолетовый фенотип) и B′ (зеленый фенотип) все растения первого поколения будут иметь зеленый фенотип. У гетерозиготных растений B-I/B′ аллель В-I преобразуется вследствие парамутации в новый аллель B′*, который приобретает свойства аллеля B′. Новый парамутагенный аллель В′*, как и исходный аллель В′, может приводить к преобразованию аллеля B-I в В′* в следующих поколениях (рис. 1, б) [12]. Аллель B′ обладает полной пенетрантностью, а вызываемый им парамутагенный эффект на аллель B-I крайне стабилен. Так, на протяжении десятков лет наблюдения не обнаружено ни одного растения с реверсией генотипа к исходному состоянию B-I [12, 13].

РНК-направленное метилирование ДНК. В феномене парамутации у растений важную роль играет процесс РНК-направленного метилирования ДНК (от англ. RNA-directed DNA methylation, RdDM) [14]. Путь RdDM уникален для растений и является единственным путем, в ходе которого происходит метилирование ДНК de novo [15, 16]. В эволюции растений этот путь сформировался в основном для защиты генома от вирусных патогенов и перемещения МЭ [17]. Наиболее подробно путь RdDM изучен у Arabidopsis thaliana, поэтому в дальнейшем путь RdDM будет рассмотрен именно на примере этого растения. Необходимым условием для метилирования ДНК в пути RdDM является синтез коротких интерферирующих РНК (от англ. small interfering RNA, siРНК) из тех же геномных областей, которые впоследствии будут метилированы [18]. Этим он отличается от двух других путей метилирования ДНК у растений, осуществляемых продуктами генов DDM1 (Decrease in DNA Methylation 1) и DDM2 (Decrease in DNA Methylation 2). Эти пути не зависят от активности siРНК и служат для поддержания метилированных областей генома [19].

В зависимости от механизма образования siРНК из более длинных двухцепочечных РНК (дцРНК) предшественников выделяют канонический путь RdDM (осуществляется siРНК длиной 24 нуклеотида (нт.)) и неканонический путь RdDM (осуществляется 21–22-нуклеотидными siРНК) [20]. В обоих случаях в образовании и функции siРНК участвует белок Dicer, а также белки семейства Argonaute (Ago). Процесс образования дцРНК-предшественника является одним из ключевых различий между растениями и большинством животных [20]. У растений активна РНК-зависимая РНК-полимераза (от англ. RNA-dependent RNA Polymerase, RdRP), и образование дцРНК может происходить на матрице одноцепочечной РНК [20]. Ввиду утраты этого фермента в ходе эволюции у большинства животных дцРНК формируется в результате двунаправленной транскрипции геномных локусов или за счет образования шпилечных структур в одноцепочечной РНК с последующим процессингом до дцРНК [21]. Кроме того, ключевые роли в каноническом пути RdDM у растений играют РНК-полимеразы IV и V (Pol IV, Pol V), не встречающиеся у животных [22]. Они являются паралогами консервативной для всех живых организмов РНК-полимеразы II (Pol II) и возникли, по-видимому, в процессе дупликации кодирующего ее гена и специализации функций в пути RdDM [23]. Мутации данных белков не влияют на жизнеспособность и фертильность растений, благодаря чему появилась возможность для изучения процесса РНК-направленного метилирования ДНК [24, 25].

На первом этапе канонического пути RdDM в геномных локусах, которые впоследствии будут метилированы, происходит транскрипция одноцепочечных коротких некодирующих РНК размером 30–45 нт. с помощью Pol IV, которые сразу превращаются в дцРНК с помощью RDR2, РНК-зависимой РНК-полимеразы у А. thaliana (рис. 2) [26]. Важно отметить, что привлечение Pol IV в геномные локусы осуществляется с помощью RdDM-ассоциированного белка SHH1 (SAWADEE homeodomain homolog 1), а также белков семейства CLSY (CLASSY) [27]. Комплекс данных белковых факторов распознает одновременно H3K4me0 (неметилированный лизин) и H3K9me2 и рекрутирует Pol IV в эти локусы (рис. 2), в то время как метилирование H3K4 блокирует привлечение Pol IV [28, 29]. Далее, белок DCL3 (Dicer-like 3) «нарезает» дцРНК-предшественники на 23–24-нуклеотидные siРНК, преимущественно имеющие неспаренные нуклеотиды на 3′-концах [30, 31]. На заключительном этапе образования siРНК подвергается метилированию концевых рибонуклеотидов по 2′-ОН группе рибозы в результате действия РНК-метилтрансферазы HEN1 [32].

 

Рис. 2. Канонический путь РНК-направленного метилирования ДНК (путь RdDM) у растений. Канонический путь RdDM начинается с транскрипции предшественников siРНК из геномных локусов с помощью Pol IV. NRPD1 является самой большой субъединицей Pol IV. Привлечение Pol IV в геномные локусы осуществляется с помощью белков SHH1 и CLSY, которые распознают одновременно H3K4me0 (неметилированный лизин) и H3K9me2. Затем на матрице предшественников siРНК происходит синтез второй комплементарной цепи РНК с помощью RdRP, RDR2. Далее, белок DCL3 «нарезает» дцРНК на 24-нуклеотидные siРНК, которые подвергаются метилированию выступающих 3′-концевых рибонуклеотидов РНК-метилтрансферазой HEN1. На заключительном этапе образования гидовая цепь siРНК загружается в один из белков Ago (Ago4, Ago6 или Ago9) и связывается с комплементарной РНК-мишенью. Белок Ago, загруженный siРНК, взаимодействует с NRPE1, самой крупной субъединицей Pol V, и привлекает фактор SPT5L. Затем комплекс Pol V–Ago4–SPT5L привлекает в геномный локус метилтрансферазу DRM2, которая катализирует метилирование ДНК de novo. В привлечении Pol V к геномному локусу и его метилировании участвует комплекс DDR, в который входят факторы DRD1, DMS3 и RDM1, а также белки SUVH2 и SUVH9. Комплекс IDN2–IDP, связанный одновременно с ДНК и транскрибируемой РНК, привлекает ATP-зависимый комплекс ремоделирования хроматина SWI–SNF в локус для облегчения метилирования ДНК

 

В неканоническом пути RdDM транскрипция одноцепочечных коротких некодирующих РНК из геномных локусов осуществляется Pol II [33]. Далее, на матрице образованных транскриптов происходит синтез второй цепи РНК с помощью другой RdRP у A. thaliana – RDR6 [33]. Затем активность Dicer-подобных белков DCL1, DCL2 и DCL4 приводит к образованию более коротких siРНК длиной 21–22 нт. из дцРНК-предшественников [34]. Далее, оба пути RdDM проходят одинаково. Гидовая цепь siРНК загружается в белок Ago и связывается с комплементарной РНК-мишенью (рис. 2). У растений имеются 10 белков семейства Ago (Ago1–Ago10) [35]. Из них только Ago4, Ago6 и Ago9 участвуют в RdDM-пути [35, 36].

Для реализации второго этапа канонического и неканонического путей RdDM необходима транскрипция инактивируемого геномного локуса с помощью другой РНК-полимеразы (Pol V). Ее активность приводит к образованию более длинных транскриптов (~200 нт.). Pol V служит платформой для привлечения всех остальных белковых факторов, участвующих в метилировании ДНК (рис. 2) [37]. При этом белок Ago4, загруженный siРНК, взаимодействует с NRPE1 – самой крупной субъединицей Pol V [36]. Далее, Ago4 привлекает дополнительный фактор SPT5L (Suppressor of Ty insertion 5 – like), который связывается с Ago4 с помощью WG/GW-богатого домена [38]. Наконец, комплекс Pol V–Ago4–SPT5L привлекает в геномный локус метилтрансферазу DRM2 (domains rearranged methyltransferase 2), которая катализирует метилирование ДНК (рис. 2) [17, 39, 40]. Для рекрутирования Pol V необходим комплекс белков, который называется DDR по первым буквам входящих в него белков: DRD1 (Defective in RNA-directed DNA methylation 1) [41], DMS3 (Defective in Meristem Silencing 3) [42] и RDM1 (RNA-directed DNA methylation 1) [43]. Комплекс DDR необходим для ассоциации Pol V со своими мишенями по всему геному [44]. Кроме того, в привлечении Pol V в метилируемые локусы принимают участие дополнительные факторы – белки SUVH2 и SUVH9 [45]. Они привлекают гистоновые метилтрансферазы SUVH4/KYP, SUVH5 и SUVH6, осуществляющие метилирование соседних гистонов (рис. 2) [46]. Важную роль в метилировании ДНК также играет комплекс белков IDN1 (Involved in de novo 1), IDN2 (Involved in de novo 2) и IDP (IDN paralogue). Эти белки одновременно связывают геномную ДНК и транскрибируемую РНК [47–49]. IDN2 взаимодействует с ATP-зависимым комплексом ремоделирования хроматина SWI–SNF (SWItch–Sucrose Non-Fermentable). Этот комплекс необходим для изменения положения нуклеосом и облегчения метилирования ДНК (рис. 2) [50]. С помощью описанного механизма у растений осуществляется метилирование ДНК de novo. Однако до сих пор неизвестно, как происходит первичное «нацеливание» RdDM-пути на неметилированный парамутабельный аллель и привлечение в локус Pol IV и Pol V [51].

Цис-детерминанты парамутации. Особый интерес представляет разнообразие проявления феномена парамутации. В классическом примере парамутации в локусе гена b1 у кукурузы происходит стабильная модификация парамутабельного аллеля, которая наследуется в последующих поколениях и вызывает вторичную парамутацию, как и исходный парамутагенный аллель. Следует отметить, что у растений существуют и другие парамутагенные аллели, которые различаются как в отношении частоты парамутации (от 9 до 100%), так и стабильностью приобретенного парамутагенного состояния [52, 53]. Например, в линии табака Spr12F, содержащей ген стрептомицин-фосфотрансферазы (spt), парамутация гомологичных локусов происходит с частотой ~60% [52]. Кроме того, существуют нейтральные аллели, устойчивые к воздействию парамутагенного аллеля [54, 55], и аллели, в которых парамутация происходит спонтанно [12, 56]. Например, в классической системе парамутации аллеля b1 у кукурузы спонтанное преобразование аллеля B-I в B′ может происходить с частотой от 0,1 до 10% [12, 56].

На такое разнообразие в поведении локусов, участвующих в парамутации, могут влиять как различия в генетическом фоне родительских организмов, так и структурные особенности, цис-детерминанты, парамутагенных и парамутабельных аллелей. Цис-детерминанты парамутации – это тандемные и инвертированные повторяющиеся последовательности ДНК, а также связанные с этими повторами эпигенетические метки, влияющие на проявление и стабильность парамутагенного эффекта [57–59].

Для осуществления парамутагенного эффекта в локусе b1 кукурузы необходимы множественные тандемные повторы длиной 853 п.нт., которые находятся на расстоянии ~100 т.п.нт. выше старта транскрипции гена b1 (рис. 3) [60–62]. В 2006 г. Alleman et al. [26] установили, что с обеих цепей тандемных повторов осуществляется транскрипция, которая приводит к образованию дцРНК. Исследователи показали, что у кукурузы мутация MOP1 (Mediator of paramutation 1), ортолога РНК-зависимой РНК-полимеразы RDR2 у A. thaliana, приводит к нарушению образования дцРНК с тандемных повторов и самого локуса b1 [26, 60]. Таким образом, MOP1 является необходимым фактором для осуществления парамутации. Эффективность парамутагенного эффекта также зависит от количества тандемных повторов и их структуры (рис. 3). Аллель B′ с пятью или семью копиями повторов обладает 100%-ной парамутагенностью (показано на конструкции b-5R′), аллель B′ с тремя копиями обладает пониженной парамутагенностью (конструкция b-3R′), а аллель, несущий одну копию повтора, вообще не вызывает парамутагенный эффект и является нейтральным (конструкция b-N; рис. 3) [60–62]. Примечательно, что для парамутагенного эффекта необходима только 5′-концевая GC-богатая последовательность повтора (конструкция pFA), тогда как 3′-концевая последовательность (pFB) вообще не обладает парамутагенным эффектом и является нейтральной (рис. 3) [60–62]. Важно отметить, что для парамутации необходимо присутствие тандемных повторов в обоих аллелях – B′ (парамутагенном) и B-I (парамутабельном) [60]. Тандемные повторы локуса b1 не только являются цис-детерминантой парамутации, но также действуют как энхансер для парамутабельного аллеля и усиливают его транскрипционную активность [57, 60, 63].

 

Рис. 3. Сравнительное строение разных типов аллелей локуса b1 у кукурузы. На расстоянии ~100 т.п.нт. от старта транскрипции гена b1 расположены тандемные повторы длиной 853 п.нт. (обозначены красно-зелеными кругами, где красный цвет обозначает 3′-концевую часть повтора, а зеленый цвет – 5′-концевую часть). От количества повторов и их структуры зависит эффективность парамутагенного эффекта в локусе b1

 

Роль RdDM-пути в парамутации. Установлено, что белки MOP1 и MOP2 (Mediator of paramutation 2) являются необходимыми факторами для обеспечения парамутагенного эффекта в локусе Pl′, а также образовании коротких РНК длиной 24 нт. [64–69]. Кроме того, уровни H3K9me2 в локусах b1 и p1 коррелируют с соответствующими различиями в уровнях пигментации растений [57, 70]. Эти результаты подтверждают то, что парамутация осуществляется с помощью RdDM-пути.

Интересные наблюдения были сделаны при проведение экспериментов с использованием трансгенных конструкций, экспрессирующих siРНК к тандемным повторам (конструкция b1IR) и промотору гена b1 (конструкция a1pIR), и растений с мутациями mop1 и mop2 [71]. Мутация mop1 затрагивает первый этап RdDM-пути, когда с помощью Pol IV сначала синтезируется одноцепочечный транскрипт, а затем с помощью MOP1 происходит образование двухцепочечного предшественника siРНК [72]. Ген mop2 кодирует фактор NRP(D/E)2a – вторую по величине субъединицу, входящую в состав как Pol IV, так и в Pol V [26, 65, 71]. Таким образом, мутация mop2 нарушает работу всего RdDM-пути, без которого парамутация невозможна. Ранее было показано, что сайленсинг b1 отсутствует у обоих мутантов – mop1 и mop2 [73]. Sloan et al. [71] показали, что у растений, несущих конструкцию a1pIR, наблюдается сайленсинг b1 при мутации mop1, но не мутации mop2. Получается, что трансген, продуцирующий siРНК к промотору b1 может заменить работу Pol IV, участвующую в образовании дцРНК, но не заменяет работу Pol V, необходимую для метилирования локуса в пути RdDM.

Однако результаты экспериментов с использованием конструкции b1IR, из которой образуются siРНК к тандемным повторам, оказались неожиданными. Введение в геном конструкции b1IR приводило к сайленсингу b1 у гомозиготных мутантов по обоим генам – mop1 и mop2. С одной стороны, этот результат показывает, что образование siРНК из эндогенных тандемных повторов в растениях линии B′ может не зависеть от активности Pol IV. Ввиду того, что транскрипция тандемных повторов чувствительна к α-аманитину, который ингибирует активность Pol II, но не влияет на активность Pol IV или Pol V, исследователи полагают, что транскрипция тандемных повторов осуществляется именно Pol II [71, 74]. С другой стороны, остается непонятно, каким образом сайленсируется сам ген b1 при мутации mop2, нарушающей путь RdDM. Эти наблюдения привели к появлению гипотезы о том, что для сайленсинга b1 требуется дополнительная РНК-полимераза, которая не содержит в своем составе субъединицы NRP(D/E)2a. Этой РНК-полимеразой может быть Pol II- или Pol V-подобный комплекс, содержащий другой NRP(D/E)2a-подобный неизвестный белок [69, 71].

При исследовании роли тандемных повторов в механизме парамутации были получены факты, которые не укладываются в предполагаемую классическую картину этого процесса. Так у кукурузы был обнаружен белок CBBP (CXC domain b1-repeat binding protein), который специфично связывался с последовательностью тандемных повторов [75]. При введении в геном кукурузы трансгенной конструкции, содержащей ген CBBP под убиквитиновым промотором, парамутабельный аллель B-I спонтанно становился парамутагенным, причем эффект сохранялся у потомков, не имеющих исходный трансген [75]. Это исследование позволяет предположить существование еще одного класса белков, которые участвуют в сайленсинге генов. Однако остается неясно, связан ли CBBP c механизмом RdDM или действует независимо от него и не требует участия siРНК-опосредованного сайленсинга.

Эпигенетический сайленсинг локуса b1 у кукурузы представляет собой классический пример феномена парамутации, в котором сайленсинг определенного локуса является результатом метилирования ДНК и гистона H3 в позиции K9, направленного короткими некодирующими РНК – siРНК. Важным условием для осуществления парамутагенного эффекта служат структурные особенности локусов, а именно цис-регуляторные детерминанты, которые, как и последовательность самого гена b1, метилированы и являются источником образования siРНК. Однако механика самого процесса, а также взаимосвязь между компонентами биохимического пути RdDM до конца не ясны и требуют дальнейшего изучения.

На какой стадии развития происходит эпигенетическое преобразование парамутабельного локуса точно неизвестно. В процессе сперматогенеза у растений образуются два спермия и одна вегетативная клетка. В спермиях хроматин находится в конденсированном состоянии, и экспрессия генов ограничена. Однако в вегетативной клетке хроматин находится в дерепрессированном состоянии, при котором происходит активное образование siРНК, которые затем передаются в спермии [76, 77]. Тот же процесс происходит между женской яйцеклеткой и двумя синергидными клетками в женском гаметофите [78], а затем – между зародышем и эндоспермом в молодом семени [79, 80]. Предполагается, что изменение эпигенетического статуса парамутабельного аллеля происходит именно на этих стадиях развития молодого растения.

ПАРАМУТАЦИЯ У ЖИВОТНЫХ

Эпигенетические взаимодействия аллелей и характер наследования признаков, подобный классическим примерам парамутации у растений, у животных встречается значительно реже. Подобные случаи были описаны у мышей, а также показаны на моделях беспозвоночных животных – дрозофилах и нематоде Caenorhabditis elegans. Механизм эпигенетической трансформации аллелей при парамутации у животных отличается от растений особенностями образования коротких некодирующих РНК, участвующих в этом процессе, а также механизмом метилирования гистонов, но общая модель парамутации сходна между этими двумя царствами живых организмов. Примеры естественных аллелей, которые проявляют парамутагенные свойства у животных, малочисленны. В основном исследования парамутации проводятся на трансгенных животных с искусственно сконструированными парамутагенными локусами.

Молекулярные основы парамутации у дрозофил. В отличие от растений, в основе парамутации у дрозофил лежит биохимический путь образования piРНК (короткие некодирующие РНК, ассоциированные с белком Piwi) и механизм котранскрипционного сайленсинга с помощью комплекса piРНК–Piwi [81]. Продукция piРНК у дрозофил в основном происходит в репродуктивных органах вследствие того, что белки семейства Piwi, необходимые для образования и функционирования piРНК, экспрессируются преимущественно в гонадах [82]. Предшественниками piРНК являются длинные одноцепочечные транскрипты из специальных локусов в геноме – piРНК-кластеров, обогащенных активными и дивергированными копиями различных МЭ [83, 84]. В отличие от образования siРНК, биогенез piРНК происходит без участия эндонуклеазы Dicer [85]. Транскрипты piРНК-кластеров транспортируются в цитоплазму, где «нарезаются» на последовательности длиной 23–29 нт. эндонуклеазой Zuc/MitoPLD, а затем в составе комплекса с белком Piwi перемещаются в ядро и осуществляют котранскрипционный сайленсинг [84].

У Drosophila melanogaster один из первых случаев парамутации был описан при изучении эффекта транс-сайленсинга, в основе которого лежит piРНК-опосредованное подавление экспрессии гомологичных последовательностей РНК (Trans-Silencing Effect, TSE) [86]. Исследователи под руководством Ronsseray [2, 87, 88] получили ряд трансгенных линий, в геном которых внесли повторы P-lacZ-white с помощью транспозона P-element. Среди полученных линий, несущих одинаковый трансген P-lacZ-white, две линии (T-1 и BX2) демонстрировали различное проявление TSE. Линия T-1 проявляла выраженный эффект TSE гомологичного трансгена P-lacZ-white, тогда как линия BX2 не обладала способностью к репрессии. Кроме того, как оказалось, способность подавлять экспрессию обладает материнским эффектом наследования [87]. Материнское наследование имеет важнейшее значение для приспособленности организма и фертильности потомства у дрозофил [89]. Через цитоплазму ооцита передаются белки и транскрипты, необходимые для раннего эмбрионального развития.

В 2012 г. De Vanssay et al. [90, 91] провели скрещивание гетерозиготных самок линии T-1 с самцами линии BX2. В выведенном потомстве у самок, которые наследовали локус BХ2 и цитоплазму T-1, но не сам локус T-1, происходило образование piРНК из трансгена P-lacZ-white и наблюдался эффект TSE (рис. 4, а). Эффект TSE обладал полной пенетрантностью и сохранялся более чем в 80 поколениях. Кроме того, локус P-lacZ-white в линии BX2*, как и аллель Т-1, проявляет TSE и может подавлять экспрессию гомологичных аллелей. Подавление экспрессии P-lacZ-white наблюдали также и при скрещивании линии BX2* с «наивной» линией BX2 (рис. 4, а). При реципрокном скрещивании, когда не происходит наследования цитоплазмы линии T-1, сайленсинга P-lacZ-white не наблюдали. Из этого можно заключить, что аллель BX2* приобрел свойства парамутагенного аллеля после наследования материнских факторов от линии Т-1. Кроме того, оба аллеля, Т-1 и BX2*, проявляют парамутагенный эффект исключительно при наследовании по материнской линии [90, 91]. Следует отметить, что линия T-1 выведена из линии BX2 после воздействия рентгеновского излучения и содержит множественные хромосомные инверсии и транслокации [87, 90]. При этом обе линии содержат одинаковое число тандемных повторов трансгена P-lacZ-white, расположенных в середине хромосомы 2R [88]. Таким образом, линия T-1 является примером спонтанной трансформации локуса P-lacZ-white в piРНК-продуцирующий локус.

 

Рис. 4. Парамутация у D. melanogaster при скрещивании линий T-1 и BX2. а – Линии T-1 и BX2 несут трансгенные конструкции, содержащие по 7 тандемных повторов P-lacZ. При этом в линии BX2 репортерный ген lacZ экспрессируется (синий цвет проявляется при инкубации яичников в растворе с X-gal). В линии T-1 экспрессия трансгена подавлена, поэтому яичники не окрашены. P – родительские линии; G – поколение; Bal1 и Bal2 – балансерные хромосомы. б – Предполагаемый механизм piРНК-опосредованного преобразования локуса BX2 в piРНК-кластер при парамутации. PiРНК, происходящие из локуса T-1, загружаются в белок Piwi. Затем комплексы Piwi–piРНК наследуются по материнской линии и связываются с новообразующимися транскриптами из локуса BX2 и привлекают гистонметилтрансферазу SetDB1/Egg, которая метилирует H3K9. В этом заключается котранскрипционный сайленсинг локуса. После эпигенетической модификации локуса c H3K9me3 связывается комплекс Rhino–Cutoff и инициирует образование piРНК-кластера. После экспорта из ядра в цитоплазму транскрипты piРНК-кластеров подвергаются эндонуклеотическому расщеплению с помощью Zuc/MitoPLD. Все piРНК, полученные в результате нуклеазной активности Zuc, характеризуются выраженным нуклеотидным предпочтением в виде уридина на 5′-конце молекул piРНК. Далее, молекулы piРНК загружаются в комплекс с белком Piwi, который осуществляет котранскрипционный сайленсинг локуса BX2*, а также передается следующему поколению через цитоплазму ооцита

 

У самок BX2* из локуса P-lacZ-white наблюдается продукция не только piРНК длиной 23–28 нт., но также siРНК длиной 21 нт. [90]. Исследователи протестировали влияние гомозиготной мутации белка Dicer-2, необходимого для процессинга siРНК у D. melanogaster, а также мутацию белка Aub, участвующего в посттранскрипционном сайленсинге в биохимическом пути piРНК, на TSE в линии BX2*. Потеря функции Dicer-2 не повлияла на способность к транс-сайленсингу в линии BX2* после скрещивания с линией T-1, тогда как мутация Aub полностью устраняла TSE у самок BX2* [90, 92]. Таким образом, исследователи доказали, что эффект TSE и парамутагенные свойства локуса P-lacZ-white в линии BX2* зависят от продукции piРНК, но не от продукции siРНК.

Одним из механизмов piРНК-опосредованного сайленсинга МЭ является котранскрипционное подавление их экспрессии, при которой белок Piwi, загруженный антисмысловыми по отношению к последовательности МЭ молекулами piРНК, вызывает метилирование гистона Н3 (H3K9me3) на транскрибирующихся последовательностях МЭ [93]. Это приводит к нарушению связывания РНК-полимеразы II и ингибированию транскрипции МЭ [94]. В работах на D. melanogaster и Drosophila virilis установлено, что piРНК могут являться эпигенетическим сигналом, который передается через ооцит матери и стимулирует образование piРНК у потомства вследствие внесения метки H3K9me3 в гомологичные локусы [95, 96].

Модель парамутации у дрозофил предполагает передачу piРНК по материнской линии, которые затем поступают в примордиальные половые клетки эмбрионов и усиливают продукцию piРНК из гомологичных локусов [91, 95, 96]. Предположили, что комплекс Piwi–piРНК поступает в ядро, связывается с транскрибирующимися последовательностями локуса и привлекает метилгистонтрансферазу SetDB1/Egg для метилирования H3K9. Затем локус узнается белком Rhino – одним из белков семейства HP1 (Heterochomatin Protein 1), который необходим для активации piРНК-кластеров в герминативных клетках дрозофил [97]. Эта гипотеза нашла подтверждение в работе Le Thomas et al. [96] в 2014 г. (рис. 4, б). Эксперименты, проведенные исследователями на линиях BX2* и BX2, показали увеличение метилирования H3K9 и связывание Rhino в локусе P-lacZ-white при парамутации, а также связывание белка Cutoff, дополнительного фактора транскрипции piРНК-кластеров в герминативных клетках D. melanogaster (рис. 4, б) [96].

В редких случаях в ходе эпигенетического сайленсинга МЭ и формирования piРНК-кластера de novo метилирование гистона H3K9 может распространяться за пределы инсерции МЭ и затрагивать расположенные рядом гены. Это приводит к эпигенетическому сайленсингу генов, а также может приводить к образованию piРНК-кластеров, в состав которых будут включены белок-кодирующие гены [98–100]. У D. virilis piРНК-опосредованное подавление локуса cdi (center divider) является примером подобной «непреднамеренной» регуляции. Впервые генные piРНК у D. virilis были описаны в ходе полногеномного анализа piРНК-продуцирующих локусов [101]. Несколько обнаруженных piРНК-кластеров, одним из которых является локус cdi, обладают полиморфизмом в отношении экспрессии piРНК в герминативной ткани. В другой работе Le Thomas et al. [95] были проведены реципрокные скрещивания между линиями, отличающимися по экспрессии cdi-гомологичных piРНК (в данной работе piРНК-кластер, включающий ген cdi, назван «piРНК-кластер #1»). Это исследование позволило установить, что материнское наследование генных piРНК приводит к эпигенетической трансформации генного локуса дикого типа и активации экспрессии piРНК в следующем поколении [95]. Дальнейшие исследования, проведенные Erwin et al. [99], показали, что экспрессия cdi-гомологичных piРНК сохраняется даже в потомстве от возвратного скрещивания с исходной линией, в которой отсутствовал исходный piРНК-продуцирующий локус cdi. Эти наблюдения позволили предположить, что аллель cdi является парамутагенным. Чтобы это доказать, Dorador et al. [102] провели скрещивания двух линий D. virilis, отличающихся продукцией комплементарных piРНК к гену cdi. В линии cdiA наблюдалось образование piРНК, комплементарных к cdi, а в линии cdiI – образование piРНК к cdi отсутствовало. Важно отметить, что экспрессия самого гена cdi в герминативных клетках яичников была подавлена в линии cdiA, но не в линии cdiI. Это позволило определять эффект эпигенетической регуляции локуса cdiI с помощью оценки экспрессии гена методом полимеразной цепной реакции в реальном времени. Исследователи показали, что экспрессия гена cdi снижена не только в гетерозиготных гибридах cdiA/cdiI первого поколения, но также в гибридах от возвратного скрещивания с генотипом cdiI/cdiI, у которых отсутствует исходный парамутагенный аллель cdiA [102]. Таким образом, локус cdiA проявляет парамутагенный эффект и на сегодняшний день является единственным известным примером естественного парамутагенного локуса у животных.

Важно отметить, что ген cdi расположен в субтеломерном районе 2-й хромосомы. У дрозофил структура теломер, как известно, поддерживается ретроэлементами TART, HeT-A и TAHRE [103]. Предыдущие исследования показали, что в герминативных клетках линии cdiA экспрессия TART, а также piРНК комплементарных TART значительно выше, чем в линии cdiI [99]. Можно предположить, что образование piРНК-кластера, захватывающего область гена cdi, в линии cdiA вызвано повышенной экспрессией молекул piРНК, комплементарных TART. Учитывая, что область гена cdi фланкирована последовательностями TART в обеих линиях [102], трансформация локуса в линии cdiI в результате парамутации, вероятно, детерминирована структурой парамутабельного локуса, гомологичного ретроэлементу TART. Возможно, что именно локализация повторяющихся элементов генома в структурах парамутагенных и парамутабельных локусов у растений и животных является необходимым условием для эпигенетической трансформации локусов и повышения эффективности парамутации.

Материнское наследование рiРНК и котранскрипционный сайленсинг играют решающую роль в обеспечении парамутагенного эффекта у дрозофил. Кроме того, в результате парамутации инсерции МЭ могут быть преобразованы в piРНК-кластеры, необходимые для образования дополнительных piРНК и подавления дальнейшего распространения МЭ в геноме [104, 105]. Однако для приобретения парамутагенных свойств необходимым условием является формирование piРНК-кластера de novo в парамутабельном локусе. Какие факторы детерминируют связывание Rhino и определяют границы piРНК-кластеров в геноме дрозофил, до сих пор неизвестно.

Пространственные взаимодействия хроматина и парамутация. Недавнее исследование, проведенное на D. melanogaster, показывает, что парамутагенный эффект может зависеть от пространственной структуры генома и сближения определенных геномных локусов внутри ядерных компартментов и может происходить без участия коротких некодирующих РНК [106].

У D. melanogaster элементы PRE (Polycomb group response elements) представляют собой цис-регуляторные элементы генома, которые привлекают к хроматину белки группы Polycomb (PcG) и Trithorax (TrxG) [107]. По своему действию на структуру хроматина и экспрессию генов белки PcG и TrxG являются антагонистами. Белки PcG поддерживают репрессивное состояние хроматина и обычно связаны с сайленсингом генов, тогда как белки TrxG определяют активную экспрессию генных локусов [107]. Регуляторный мотив Fab-7, который включает инсуляторный элемент и PRE, расположен на хромосоме 3R, где он контролирует экспрессию Abdominal-B (Abd-B), гомеозисного гена, кодирующего один из белков комплекса Bithorax [108]. Ранее обнаружено, что PcG-зависимая репрессия в Fab-7-трансгенах, содержащих PRE, зависит от присутствия в геноме эндогенного локуса Fab-7, даже если этот локус расположен на другой хромосоме [108]. Это наблюдение позволило предположить, что белки PcG и инсуляторные элементы определяют пространственное взаимодействие трансгенной и эндогенной копии Fab-7 и могут модулировать функции репрессии и активации генов [108].

Исследуя взаимодействия Fab7 и PcG, Ciabrelli et al. [106] получили линию мух Fab2L, содержащую трансген в хромосоме 2L. Трансген содержал репортерные гены lacZ и mini-white под контролем Fab-7. У мух линии Fab2L окраска глаз отличается среди особей вследствие антагонизма функций PcG и TrxG, связанных с трансгенной и эндогенной копиями Fab7. Кроме того, фенотипические различия между особями коррелируют с уровнями экспрессии генов mini-white и lacZ, а также с наличием репрессирующей метки H3K27me3 в районах старта транскрипции генов [106]. Чтобы определить механизм наследования данных «эпиаллелей», исследователи получили две сублинии, Fab2Lwhite и Fab2Lred, демонстрирующие преимущественно белую (репрессированное состояние хроматина) и красную (активированное состояние хроматина) окраску глаз соответственно. Было установлено, что эпиаллели с большей частотой передавались потомству от матери, чем от отца. Кроме того, при скрещивании самок данных сублиний с самцами исходной линий Fab2L состояние аллелей Fab2Lwhite и Fab2Lred сохранялось на протяжении десяти поколений [106]. Таким образом, наследование эпиаллелей Fab2Lwhite и Fab2Lred проявляет частичный эффект родительского происхождения (parent-of-origin) и по характеру наследования признаков сходно с парамутацией. Данный механизм, по всей видимости, не требует образования коротких некодирующих РНК, а метилирование локусов определяется именно пространственной структурой хроматина.

Парамутация у нематоды C. elegans. Парамутагенный эффект у нематоды C. elegans также основан на функции коротких некодирующих РНК, обеспечивающих узнавание парамутабельного локуса и его эпигенетическую трансформацию путем привлечения гистонметилтрансфераз для метилирования H3K9 [2]. Однако биогенез и механизм действия коротких некодирующих РНК у C. elegans имеет ряд важных отличительных особенностей, о которых необходимо упомянуть.

PiРНК у C. elegans имеют длину 21 нт. и U на 5′-конце и называются 21U-РНК (рис. 5). С 21U-РНК связывается белок PRG-1 – ортолог белка Piwi D. melanogaster [109–112]. Как только происходит узнавание транскрипта с помощью 21U-РНК, связанных с PRG-1, мРНК-мишень сначала разрезается с помощью эндонуклеазы RDE-8, а затем подвергается нематричному присоединению уридинов и гуанинов на 3′-конец мРНК с помощью белка RDE-3 [113, 114]. После добавления поли(U/G) к транскрипту привлекается РНК-зависимая РНК-полимераза RRF-1, которая синтезирует вторичные короткие РНК, называемые 22G-РНК, на матрице мРНК. Далее, 22G-РНК загружаются в белки Argonaute подсемейства WAGO (группа специфичных для нематод белков Ago) и осуществляют котранскрипционный и посттранскрипционный сайленсинг чужеродных последовательностей (рис. 5) [113, 115]. В частности, белок WAGO-9 в комплексе с 22G-РНК связывается с новообразующейся РНК и привлекает в геномный локус гистонметилтрансферазы, которые вносят репрессирующие гистоновые метки H3K9me3, H3K27me3, H3K23me3 [116–118].

 

Рис. 5. Биогенез коротких некодирующих РНК и механизм распознавания «свой-чужой» у C. elegans. В клетках зародышевой линии кластеры генов piРНК продуцируют 21U-РНК, которые загружаются в PRG-1. Комплекс 21U-РНК–PRG-1 инициирует образование 22G-РНК из мРНК с помощью РНК-зависимой РНК-полимеразы, предположительно, RRF-1. Предполагается, что мРНК, поступающие из ядра в цитоплазму, последовательно проверяются на соответствие последовательности с CSR-1-связанными 22G-РНК и PRG-1-связанными 21U-РНК и служат матрицами для образования дополнительных 22G-РНК. После образования 22G-РНК на матрице мРНК данные siРНК загружаются в белок WAGO-9, поступают в ядро и узнают комплементарный транскрипт, инициируя привлечение гистонметилтрансфераз. Комплекс 22G-РНК–CSR-1 препятствует связыванию siРНК, загруженных в WAGO-9. Молекулы коротких некодирующих РНК в составе PRG-1 или CSR-1 инициируют либо подавление экспрессии чужеродной последовательности, либо обеспечивают разрешение на транскрипцию (лицензированный ген) собственной мРНК

 

Для распознавания мишени с помощью 21U-РНК не требуется их полная комплементарность. Существенной для связывания 21U-РНК является лишь область со 2 по 8 нт. с 5′-конца (seed region) и комплементарность в позиции с 14 по 19 нт., обеспечивающая дополнительную стабильность комплекса 21U-РНК–РНК-мишень [119, 120]. Учитывая, что связывание 21U-РНК с транскриптом-мишенью не требует полной комплементарности, сайленсингу с помощью 21U-РНК могут быть подвержены не только чужеродные последовательности, но и транскрипты собственных генов организма. Защита генов нематод от piРНК-опосредованного сайленсинга также обеспечивается с помощью siРНК, но загруженных в другой Argonaute – CSR-1 (рис. 5) [121, 122]. Подобно PRG-1, белок CSR-1 способен связываться с транскриптами и привлекать к ним RdRP EGO1. В результате активности EGO-1 образуются комплементарные 22G-РНК, которые загружаются в CSR-1 [123]. Большинство 22G-РНК, связанных с CSR-1, образуется с помощью RdRP EGO-1 в цитозоле на матрице транслируемых мРНК [123]. Активность комплекса CSR-1–22G-РНК не приводит к сайленсингу, а, наоборот, обеспечивает защиту транскрипта от узнавания 21U-РНК [121, 122]. Таким образом, в отличие от piРНК дрозофилы, большинство 21U-РНК не имеет полностью комплементарных мишеней в геноме, и основной их функцией является распознавание «своего» и «чужого» для сайленсинга новых геномных инсерций МЭ или вирусных дцРНК. Еще одной важной отличительной особенностью нематод является то, что с помощью 21U-РНК осуществляется только инициация подавления чужеродных последовательностей, в то время как за поддержание репрессированного состояния геномных локусов отвечают 22G-РНК (рис. 5) [124, 125].

У С. elegans два пола – самцы (X0) и гермафродиты (XX), которые являются самками, обладающими способностью к сперматогенезу [126]. При изучении механизмов РНК-интерференции было замечено, что аллель отцовского происхождения (внесенная в геном трансгенная конструкция), не имеющий гомологов в геноме гермафродита, подвержен доминантному сайленсингу. Причем сайленсинг этого аллеля может быть предотвращен путем инъекции одноцепочечных РНК, соответствующих кодирующей области отсутствующего гена, в гонады гермафродита перед скрещиванием [127]. Эти наблюдения позволили предположить существование эпигенетического переключателя, чувствительного к предшествующей экспрессии гена [112].

В 2015 г. Sapetschnig et al. [128] показали развитие каскадного эффекта сайленсинга трансгена у нематод, который сохранялся и наследовался даже при удалении исходной инициаторной трансгенной конструкции (рис. 6). В геном была вставлена трансгенная конструкция piRNA sensor, содержащая последовательность gfp и последовательность, гомологичную эндогенным piРНК (21U-РНК). PiРНК, образующиеся из этого локуса, инициируют образование 22G-РНК вблизи локуса-мишени piРНК. После этого образование 22G-РНК начинает распространяться в направлении от 3′- к 5′-концу по всей длине транскрипта, сайленсируя gfp. Оказалось также, что подавление экспрессии gfp коррелирует с количеством комплементарных 22G-РНК. На следующем этапе исследователи скрестили полученную линию piRNA sensor с линией, содержащей трансген operon, в состав которой входят гены mCherry и gfp. У гибридного потомства наблюдали не только подавление экспрессии gfp, но также и подавление mCherry. Эти данные указывают на то, что для сайленсинга gfp в составе новой конструкции необходима передача только 22G-РНК, но не 21U-РНК, так как в этой конструкции отсутствует последовательность, гомологичная эндогенным 21U-РНК. Таким образом, piРНК необходимы для инициации сайленсинга, а поддержание эффекта осуществляют только 22G-РНК. Эффект сайленсинга mCherry сохраняется более 10 поколений (более длительный эффект исследователи не оценивали), даже если убрать исходный трансген piRNA sensor. Далее, исследователи скрестили линию operon с линией, содержащей трансген mСherry::H2A (mCherry sensor). Сайленсинг mCherry в составе трансгена mСherry::H2A сохранялся даже при отсутствии трансгена operon (рис. 6) [128]. Таким образом, стабильно наследуемый сайленсинг трансгенов, продемонстрированный в работе Sapetschnig et al. [128], описывает эпигенетические взаимодействия аллелей, требующие образования двух различных классов коротких некодирующих РНК, и является примером парамутации у C. elegans. Общий механизм парамутации у C. elegans имеет сходство с механизмами парамутации у растений (локус b1) и дрозофил (система T-1 и BX2, а также локус cdi). Ключевую роль в эпигенетической регуляции играют короткие некодирующие РНК, но, в отличие от растений, у животных именно piРНК инициируют парамутагенную трансформацию локусов, тогда как у растений эту функцию выполняют siРНК.

 

Рис. 6. Пример каскадной парамутации у нематоды C. elegans

 

Парамутация у мышей. Среди позвоночных животных только для мышей были описаны случаи неменделевского наследования признаков, которые можно объяснить феноменом парамутации. Однако механизмы, лежащие в основе парамутации у мышей, до конца не понятны и имеют ряд существенных расхождений с системами парамутации у растений и беспозвоночных животных.

Парамутация у мышей описана Rassoulzadegan et al. [129] в 2006 г. на примере локуса Kit в линии Kittm1Alf. Ген Kit кодирует рецептор тирозинкиназы, участвующий в процессах кроветворения, синтеза меланина и дифференцировки половых клеток. Нарушающая синтез белка Kit, мутация tm1Alf, вызванная инсерцией трансгенной конструкции lacZ-neo сразу за старт-кодоном, была получена в 1996 г. для изучения функции этого белка в эмбриогенезе [130]. Поскольку наличие белка Kit необходимо для кроветворения, гомозиготы Kittm1Alf умирают сразу после рождения. Гетерозиготы выживают, но сниженный уровень белка Kit нарушает развитие меланоцитов, и у таких животных появляются белая окраска лапок и кончика хвоста (фенотип «белого хвоста») [129]. При скрещивании таких мышей между собой или с мышами дикого типа в потомстве у большинства особей наблюдали фенотип «белого хвоста» даже при отсутствии аллеля, несущего генетическую конструкцию (рис. 7). Потомство, гомозиготное по дикому аллелю, но демонстрирующее измененный фенотип, было названо Kit*. Такое наследование наблюдается независимо от пола родительских особей и сохраняется по меньшей мере в шести поколениях от возвратных скрещиваний с мышами дикого типа [129].

 

Рис. 7. Парамутация в локусе Kit у мышей. Схема скрещивания, демонстрирующая модификацию в аллеле дикого типа и приводящая к фенотипу «белого хвоста»

 

Для изучения молекулярной основы парамутации у животных Kittm1Alf/Kit+ и Kit* были исследованы профили метилирования ДНК и гистонов (метки H3K4me2 и H3K9me2) в CpG-богатой области промотора Kit [129]. Проведенные эксперименты показали, что между животными дикого типа, гетерозиготными особями Kittm1Alf/Kit+, а также мышами линии Kit* нет существенных различий ни в метилировании цитозина, ни в метилировании гистонов [129, 131]. Дальнейшие исследования выявили пониженный уровень полиаденилирования мРНК Kit у гетерозиготных мышей Kittm1Alf/+ и мышей Kit*. Кроме того, у мышей Kittm1Alf/+ было обнаружено накопление неполиаденилированной мРНК Kit аномально коротких размеров в герминативных клетках семенников и сперматозоидах. В сперматозоидах линии Kittm1Alf/+ также наблюдали повышенный уровень экспрессии мРНК Kit в сравнении с особями дикого типа [129].

Исходя из этих наблюдений, исследователи предположили, что через гаметы могут передаваться молекулы РНК, которые инициируют процесс деградации мРНК Kit, и именно это определяет фенотип Kit*. Чтобы проверить это предположение, они инъецировали РНК, выделенную из спермы гомо- и гетерозиготных мышей, в яйцеклетку и обнаружили, что фенотип «белого хвоста» чаще встречался у особей, которым на эмбриональной стадии вводили РНК от гетерозигот [129]. Хотя фенотип «белого хвоста» также наблюдали после контрольных инъекций РНК от мышей дикого типа, этот фенотип редко передавался потомству. На следующем этапе исследователи решили подтвердить, что именно снижение экспрессии Kit определяет фенотип «белого хвоста». Для этого они провели дополнительную серию инъекций двух микроРНК, miR-221 и miR-222, для которых транскрипт гена Kit был определен как потенциальная мишень, по данным компьютерного анализа [129, 131]. После инъекции данных микроРНК фенотип «белого хвоста» проявлялся с высокой частотой у мышей дикого типа и, что наиболее важно, наследовался потомками. Таким образом, воздействие микроРНК на мРНК Kit в раннем эмбриогенезе является достаточным для индуцирования постоянного и наследуемого эпигенетического изменения экспрессии гена Kit. Авторы также подчеркивают, что парамутагенный эффект наблюдался при замене lacZ-neo на другие конструкции [129, 31]. Однако остается не ясно, наблюдается ли экспрессия аберрантных транскриптов Kit и их накопление в сперматозоидах при замене конструкции. Важно отметить, что фенотип «белого хвоста» никогда не наблюдали при точечной мутации гена Kit [132].

Исследователями под руководством Rassoulzadegan [133, 134] были описаны еще два случая парамутации у мышей, вызванные инъекциями микроРНК в эмбрионы, причем в обоих случаях инъекции микроРНК приводили к увеличению экспрессии целевого гена, а не к его подавлению. Так, микроинъекции miR-1 приводили к повышению экспрессии ее мишени Cdk9 и гипертрофии сердца [134]. В свою очередь, инъекция miR-124 приводила к увеличению экспрессии Sox9, что сопровождалось развитием близнецов, а новорожденные мышата имели аномально большой вес [133]. Оба фенотипа, полученные при микроинъекциях miR-1 и miR-124, передавались в нескольких поколениях, после чего наблюдалось возвращение фенотипа к исходному состоянию. Позднее эти же исследователи показали, что на фоне мутации метилтрансферазы Dnmt2, которая метилирует преимущественно тРНК у млекопитающих, не наблюдалось фенотипа «белого хвоста» у мышей Kittm1Alf и не развивался соответствующий фенотип после микроинъекций miR-124 [135]. Это наблюдение указывает на важность метилирования РНК в проявлении парамутагенных эффектов у мышей.

По всей видимости, описанные механизмы парамутации у мышей имеют принципиальные отличия от классической системы парамутации, описанной у кукурузы на примере локуса b1, и известных моделей парамутации у беспозвоночных. Сайленсинг в данном случае происходит на посттранскрипционном, а не на котранскрипционном уровне и не сопровождается изменением профиля метилирования ДНК и H3K9. С другой стороны, ввиду того, что авторы изучили профиль метилирования только промоторной области гена Kit, исключать влияние хроматина полностью нельзя. Важно отметить, что даже если микроРНК способны подавлять экспрессию мРНК Kit, взаимосвязь между микроРНК и парамутацией в трансгенных линиях Kittm1Alf не была установлена. Основной функцией микроРНК является подавление экспрессии мРНК вследствие ее прямой деградации или репрессии на уровне трансляции данной мРНК-мишени [136]. Следует отметить, что, хотя примеры увеличения синтеза белка вследствие связывания микроРНК с мРНК-мишенью описаны для различных типов клеток, в общем они довольно редки [137, 138]. Ввиду того, что даже одна микроРНК может регулировать экспрессию многих мРНК-мишеней, а одна мРНК может являться мишенью одновременно нескольких микроРНК, микроРНК формируют целые регуляторные сети в клетках [136]. Можно предположить, что описанная Rassoulzadegan et al. [129] регуляция экспрессии генов с помощью инъекций микроРНК осуществляется не напрямую, а приводит к изменению ряда сигнальных и регуляторных путей, влияющих на фенотип. Участие микроРНК в осуществлении парамутагенного эффекта имеет огромный интерес и нуждается в дальнейшем изучении.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Парамутация представляет собой фундаментальный механизм эпигенетической регуляции экспрессии генов и наследственности. Принимая во внимание совокупность цис-регуляторных факторов и эффекторные молекулы, осуществляющие парамутацию в различных живых системах, общим эпигенетическим эффектом парамутации можно считать метилирование ДНК и/или гистона Н3 парамутабельного аллеля, опосредованные действием различных классов коротких некодирующих РНК. При этом особенности функционирования данных механизмов у разных живых организмов во многом определяют форму передачи наследственной информации при парамутации. Подобная передача эпигенетической информации потомству может играть решающую роль, например, для адаптации организмов к изменившимся условиям окружающей среды. Явления, подобные парамутации, также могут являться причиной наблюдаемой иногда низкой пенетрантности и неменделевского наследования аллелей, ассоциированных с некоторыми заболеваниями человека. Например, развитие ряда наследственных злокачественных новообразований, для которых не было установлено выраженного менделевского наследования, возможно, является результатом эпигенетической модификации, подобной парамутации, передающейся в поколениях [139]. При проведении обширных скрининговых исследований часто удается выявить взаимосвязь между наследуемым геном и родителем, от которого он был унаследован [140–142]. Однако доказать, что подобное наследование произошло в результате эпигенетических процессов, таких как парамутация или геномный импринтинг, крайне трудно без использования модельных систем.

Парамутация тесно связана с сайленсингом генов и, возможно, поэтому в природе встречается редко. Большинство парамутагенных аллелей, описанных до настоящего времени у животных, представляют собой искусственные генетические конструкции. Складывается ощущение, что «естественные» природные аллели каким-то образом защищены от сайленсинга, которому подвержена трансгенная конструкция. С другой стороны, парамутабельные аллели у растений, например, аллель B-I у кукурузы, представляют собой пример природного аллеля, который очень чувствителен к сайленсингу. С чем может быть связана столь разная чувствительность природных и искусственно сконструированных аллелей к подавлению экспрессии генов при парамутации? Молекулярные механизмы, предназначенные для поддержания структуры гетерохроматина и регуляции активности эндогенных вирусов, могут «непреднамеренно» воздействовать на структуру эухроматиновых генных локусов и подавлять их экспрессию. Таким образом, парамутагенные и парамутабельные аллели постоянно находятся под давлением естественного отбора и редко сохраняются в популяции. С другой стороны, парамутация может происходить чаще, чем принято считать, но обнаружить парамутагенный эффект не всегда удается ввиду отсутствия фенотипического проявления многих признаков. Эпигенетическое преобразование генных локусов при парамутации требует кооперативного и последовательного участия сразу нескольких сложных клеточных механизмов, включающих образование коротких некодирующих РНК, котранскрипционный сайленсинг и метилирование ДНК и/или гистонов. Кроме того, у дрозофил преобразование парамутабельного аллеля в парамутагенный, по-видимому, требует образование piРНК-кластера de novo в парамутабельном локусе. Каким образом определенные геномные локусы приобретают способность к парамутагенной трансформации, в том числе к производству piРНК, остается одним из важных нерешенных вопросов.

Наше понимание механизма парамутации у животных и растений неразрывно связано с исследованиями в области эпигенетической регуляции экспрессии генов, механики процессов поддержания и регуляции структуры хроматина. Расширение наших знаний в этих областях молекулярной биологии будет являться фундаментом для понимания роли парамутации в эволюции и адаптации живых систем к изменяющимся условиям внешней среды.

Вклад авторов. С.Ф. Фуников – концепция обзора и редактирование; Д.А. Куликова и А.В. Беспалова – написание текста; Е.С. Зеленцова и М.Б. Евгеньев – редактирование текста статьи.

Финансирование. Работа выполнена при финансовой поддержке гранта Российского научного фонда (проект № 22-74-10050).

Благодарности. Мы выражаем благодарность за информацию из библиотеки Виртуального музея ИБР РАН, поддержанного разделом Государственного задания ИБР РАН 2024 года № 0088-2024-0010.

Конфликт интересов. Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.

Соблюдение этических норм. Настоящая статья не содержит описания каких-либо исследований с участием людей или животных в качестве объектов.

×

About the authors

D. A. Kulikova

Engelhardt Institute of Molecular Biology, Russian Academy of Sciences; Koltzov Institute of Developmental Biology, Russian Academy of Sciences

Email: sergeifunikov@mail.ru
Russian Federation, 119991 Moscow; 119334 Moscow

A. V. Bespalova

Engelhardt Institute of Molecular Biology, Russian Academy of Sciences

Email: sergeifunikov@mail.ru
Russian Federation, 119991 Moscow

E. S. Zelentsova

Engelhardt Institute of Molecular Biology, Russian Academy of Sciences

Email: sergeifunikov@mail.ru
Russian Federation, 119991 Moscow

M. B. Evgen’ev

Engelhardt Institute of Molecular Biology, Russian Academy of Sciences

Email: sergeifunikov@mail.ru
Russian Federation, 119991 Moscow

S. Yu. Funikov

Engelhardt Institute of Molecular Biology, Russian Academy of Sciences

Author for correspondence.
Email: sergeifunikov@mail.ru
Russian Federation, 119991 Moscow

References

  1. Hollick, J. B. (2017) Paramutation and related phenomena in diverse species, Nat. Rev. Genet., 18, 5-23, https://doi.org/10.1038/nrg.2016.115.
  2. Ronsseray, S. (2015) Paramutation phenomena in non-vertebrate animals, Semin. Cell Dev. Biol., 44, 39-46, https://doi.org/10.1016/j.semcdb.2015.08.009.
  3. Pilu, R. (2015) Paramutation phenomena in plants, Semin. Cell Dev. Biol., 44, 2-10, https://doi.org/10.1016/j.semcdb.2015.08.015.
  4. Chandler, V. L. (2007) Paramutation: from maize to mice, Cell, 128, 641-645, https://doi.org/10.1016/j.cell.2007.02.007.
  5. Bateson, W., and Pellew, C. (1915) On the genetics of “Rogues” among culinary peas (Pisum sativum), J. Genetics, 5, 13-36, https://doi.org/10.1007/BF02982150.
  6. Brink, R. A. (1958) Paramutation at the R locus in maize, Cold Spring Harb. Symp. Quantitat. Biol., 23, 379-391, https://doi.org/10.1101/sqb.1958.023.01.036.
  7. Brink, R. A. (1956) A genetic change associated with the R locus in maize which is directed and potentially reversible, Genetics, 41, 872-889, https://doi.org/10.1093/genetics/41.6.872.
  8. Hagemann, R. (1969) Somatic conversion (paramutation) at the sulfurea locus of Lycopersicon esculentum Mill. III. studies with trisomics, Can. J. Genet. Cytol., 11, 346-358, https://doi.org/10.1139/g69-043.
  9. Renner, O. (1959) Somatic conversion in the heredity of the Cruciata character in Œnothera, Heredity, 13, 283-288, https://doi.org/10.1038/hdy.1959.35.
  10. Pilu, R., Panzeri, D., Cassani, E., Cerino Badone, F., Landoni, M., and Nielsen, E. (2009) A paramutation phenomenon is involved in the genetics of maize low phytic acid1-241 (lpa1-241) trait, Heredity (Edinb), 102, 236-245, https://doi.org/10.1038/hdy.2008.96.
  11. Shi, J., Wang, H., Schellin, K., Li, B., Faller, M., Stoop, J. M., Meeley, R. B., Ertl, D. S., Ranch, J. P., and Glassman, K. (2007) Embryo-specific silencing of a transporter reduces phytic acid content of maize and soybean seeds, Nat. Biotechnol., 25, 930-937, https://doi.org/10.1038/nbt1322.
  12. Coe, E. H. (1966) The properties, origin, and mechanism of conversion-type inheritance at the B locus in maize, Genetics, 53, 1035-1063, https://doi.org/10.1093/genetics/53.6.1035.
  13. Patterson, G. I., Kubo, K. M., Shroyer, T., and Chandler, V. L. (1995) Sequences required for paramutation of the maize b gene map to a region containing the promoter and upstream sequences, Genetics, 140, 1389-1406, https://doi.org/10.1093/genetics/140.4.1389.
  14. Matzke, M. A., and Mosher, R. A. (2014) RNA-directed DNA methylation: an epigenetic pathway of increasing complexity, Nat. Rev. Genet., 15, 394-408, https://doi.org/10.1038/nrg3683.
  15. Zhong, X., Du, J., Hale, C. J., Gallego-Bartolome, J., Feng, S., Vashisht, A. A., Chory, J., Wohlschlegel, J. A., Patel, D. J., and Jacobsen, S. E. (2014) Molecular mechanism of action of plant DRM de novo DNA methyltransferases, Cell, 157, 1050-1060, https://doi.org/10.1016/j.cell.2014.03.056.
  16. Mette, M. F., Aufsatz, W., van der Winden, J., Matzke, M. A., and Matzke, A. J. (2000) Transcriptional silencing and promoter methylation triggered by double-stranded RNA, EMBO J., 19, 5194-5201, https://doi.org/10.1093/emboj/19.19.5194.
  17. Erdmann, R. M., and Picard, C. L. (2020) RNA-directed DNA methylation, PLoS Genet., 16, e1009034, https://doi.org/10.1371/journal.pgen.1009034.
  18. Chow, H. T., and Mosher, R. A. (2023) Small RNA-mediated DNA methylation during plant reproduction, Plant Cell, 35, 1787-1800, https://doi.org/10.1093/plcell/koad010.
  19. Akinmusola, R. Y., Wilkins, C. A., and Doughty, J. (2023) DDM1-mediated TE silencing in plants, Plants (Basel), 12, https://doi.org/10.3390/plants12030437.
  20. Cuerda-Gil, D., and Slotkin, R. K. (2016) Non-canonical RNA-directed DNA methylation, Nat. Plants, 2, 16163, https://doi.org/10.1038/nplants.2016.163.
  21. Svoboda, P. (2014) Renaissance of mammalian endogenous RNAi, FEBS Lett., 588, 2550-2556, https://doi.org/10.1016/j.febslet.2014.05.030.
  22. Lahmy, S., Bies-Etheve, N., and Lagrange, T. (2010) Plant-specific multisubunit RNA polymerase in gene silencing, Epigenetics, 5, 4-8, https://doi.org/10.4161/epi.5.1.10435.
  23. Tucker, S. L., Reece, J., Ream, T. S., and Pikaard, C. S. (2010) Evolutionary history of plant multisubunit RNA polymerases IV and V: subunit origins via genome-wide and segmental gene duplications, retrotransposition, and lineage-specific subfunctionalization, Cold Spring Harb. Symp. Quantitat. Biol., 75, 285-297, https://doi.org/10.1101/sqb.2010.75.037.
  24. Onodera, Y., Haag, J. R., Ream, T., Costa Nunes, P., Pontes, O., and Pikaard, C. S. (2005) Plant nuclear RNA polymerase IV mediates siRNA and DNA methylation-dependent heterochromatin formation, Cell, 120, 613-622, https://doi.org/10.1016/j.cell.2005.02.007.
  25. Kanno, T., Huettel, B., Mette, M. F., Aufsatz, W., Jaligot, E., Daxinger, L., Kreil, D. P., Matzke, M., and Matzke, A. J. (2005) Atypical RNA polymerase subunits required for RNA-directed DNA methylation, Nat. Genet., 37, 761-765, https://doi.org/10.1038/ng1580.
  26. Alleman, M., Sidorenko, L., McGinnis, K., Seshadri, V., Dorweiler, J. E., White, J., Sikkink, K., and Chandler, V. L. (2006) An RNA-dependent RNA polymerase is required for paramutation in maize, Nature, 442, 295-298, https://doi.org/10.1038/nature04884.
  27. Zhou, M., Palanca, A. M. S., and Law, J. A. (2018) Locus-specific control of the de novo DNA methylation pathway in Arabidopsis by the CLASSY family, Nat. Genet., 50, 865-873, https://doi.org/10.1038/s41588-018-0115-y.
  28. Law, J. A., Du, J., Hale, C. J., Feng, S., Krajewski, K., Palanca, A. M., Strahl, B. D., Patel, D. J., and Jacobsen, S. E. (2013) Polymerase IV occupancy at RNA-directed DNA methylation sites requires SHH1, Nature, 498, 385-389, https://doi.org/10.1038/nature12178.
  29. Zhang, H., He, X., and Zhu, J. K. (2013) RNA-directed DNA methylation in plants: where to start? RNA Biol., 10, 1593-1596, https://doi.org/10.4161/rna.26312.
  30. Loffer, A., Singh, J., Fukudome, A., Mishra, V., Wang, F., and Pikaard, C. S. (2022) A DCL3 dicing code within Pol IV–RDR2 transcripts diversifies the siRNA pool guiding RNA-directed DNA methylation, eLife, 11, https://doi.org/10.7554/eLife.73260.
  31. Wang, Q., Xue, Y., Zhang, L., Zhong, Z., Feng, S., Wang, C., Xiao, L., Yang, Z., Harris, C. J., Wu, Z., Zhai, J., Yang, M., Li, S., Jacobsen, S. E., and Du, J. (2021) Mechanism of siRNA production by a plant Dicer–RNA complex in dicing-competent conformation, Science, 374, 1152-1157, https://doi.org/10.1126/science.abl4546.
  32. Yang, Z., Ebright, Y. W., Yu, B., and Chen, X. (2006) HEN1 recognizes 21-24 nt small RNA duplexes and deposits a methyl group onto the 2′ OH of the 3′ terminal nucleotide, Nucleic Acids Res., 34, 667-675, https://doi.org/10.1093/nar/gkj474.
  33. Panda, K., and Slotkin, R. K. (2013) Proposed mechanism for the initiation of transposable element silencing by the RDR6-directed DNA methylation pathway, Plant Signal. Behav., 8, https://doi.org/10.4161/psb.25206.
  34. Xie, M., and Yu, B. (2015) siRNA-directed DNA methylation in plants, Curr. Genomics, 16, 23-31, https://doi.org/10.2174/1389202915666141128002211.
  35. Vaucheret, H. (2008) Plant argonautes, Trends Plant Sci., 13, 350-358, https://doi.org/10.1016/j.tplants.2008.04.007.
  36. Havecker, E. R., Wallbridge, L. M., Hardcastle, T. J., Bush, M. S., Kelly, K. A., Dunn, R. M., Schwach, F., Doonan, J. H., and Baulcombe, D. C. (2010) The Arabidopsis RNA-directed DNA methylation argonautes functionally diverge based on their expression and interaction with target loci, Plant Cell, 22, 321-334, https://doi.org/10.1105/tpc.109.072199.
  37. Wierzbicki, A. T., Haag, J. R., and Pikaard, C. S. (2008) Noncoding transcription by RNA polymerase Pol IVb/Pol V mediates transcriptional silencing of overlapping and adjacent genes, Cell, 135, 635-648, https://doi.org/10.1016/j.cell.2008.09.035.
  38. El-Shami, M., Pontier, D., Lahmy, S., Braun, L., Picart, C., Vega, D., Hakimi, M. A., Jacobsen, S. E., Cooke, R., and Lagrange, T. (2007) Reiterated WG/GW motifs form functionally and evolutionarily conserved ARGONAUTE-binding platforms in RNAi-related components, Genes Dev., 21, 2539-2544, https://doi.org/10.1101/gad.451207.
  39. Köllen, K., Dietz, L., Bies-Etheve, N., Lagrange, T., Grasser, M., and Grasser, K. D. (2015) The zinc-finger protein SPT4 interacts with SPT5L/KTF1 and modulates transcriptional silencing in Arabidopsis, FEBS Lett., 589, 3254-3257, https://doi.org/10.1016/j.febslet.2015.09.017.
  40. Rowley, M. J., Avrutsky, M. I., Sifuentes, C. J., Pereira, L., and Wierzbicki, A. T. (2011) Independent chromatin binding of ARGONAUTE4 and SPT5L/KTF1 mediates transcriptional gene silencing, PLoS Genet., 7, e1002120, https://doi.org/10.1371/journal.pgen.1002120.
  41. Kanno, T., Mette, M. F., Kreil, D. P., Aufsatz, W., Matzke, M., and Matzke, A. J. (2004) Involvement of putative SNF2 chromatin remodeling protein DRD1 in RNA-directed DNA methylation, Curr. Biol., 14, 801-805, https://doi.org/10.1016/j.cub.2004.04.037.
  42. Kanno, T., Bucher, E., Daxinger, L., Huettel, B., Böhmdorfer, G., Gregor, W., Kreil, D. P., Matzke, M., and Matzke, A. J. (2008) A structural-maintenance-of-chromosomes hinge domain-containing protein is required for RNA-directed DNA methylation, Nat. Genet., 40, 670-675, https://doi.org/10.1038/ng.119.
  43. Law, J. A., Ausin, I., Johnson, L. M., Vashisht, A. A., Zhu, J. K., Wohlschlegel, J. A., and Jacobsen, S. E. (2010) A protein complex required for polymerase V transcripts and RNA-directed DNA methylation in Arabidopsis, Curr. Biol., 20, 951-956, https://doi.org/10.1016/j.cub.2010.03.062.
  44. Zhong, X., Hale, C. J., Law, J. A., Johnson, L. M., Feng, S., Tu, A., and Jacobsen, S. E. (2012) DDR complex facilitates global association of RNA polymerase V to promoters and evolutionarily young transposons, Nat. Struct. Mol. Biol., 19, 870-875, https://doi.org/10.1038/nsmb.2354.
  45. Kuhlmann, M., and Mette, M. F. (2012) Developmentally non-redundant SET domain proteins SUVH2 and SUVH9 are required for transcriptional gene silencing in Arabidopsis thaliana, Plant Mol. Biol., 79, 623-633, https://doi.org/10.1007/s11103-012-9934-x.
  46. Johnson, L. M., Law, J. A., Khattar, A., Henderson, I. R., and Jacobsen, S. E. (2008) SRA-domain proteins required for DRM2-mediated de novo DNA methylation, PLoS Genet., 4, e1000280, https://doi.org/10.1371/journal.pgen.1000280.
  47. Ausin, I., Greenberg, M. V., Simanshu, D. K., Hale, C. J., Vashisht, A. A., Simon, S. A., Lee, T. F., Feng, S., Española, S. D., Meyers, B. C., Wohlschlegel, J. A., Patel, D. J., and Jacobsen, S. E. (2012) INVOLVED IN DE NOVO 2-containing complex involved in RNA-directed DNA methylation in Arabidopsis, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 109, 8374-8381, https://doi.org/10.1073/pnas.1206638109.
  48. Ausin, I., Mockler, T. C., Chory, J., and Jacobsen, S. E. (2009) IDN1 and IDN2 are required for de novo DNA methylation in Arabidopsis thaliana, Nat. Struct. Mol. Biol., 16, 1325-1327, https://doi.org/10.1038/nsmb.1690.
  49. Xie, M., Ren, G., Costa-Nunes, P., Pontes, O., and Yu, B. (2012) A subgroup of SGS3-like proteins act redundantly in RNA-directed DNA methylation, Nucleic Acids Res., 40, 4422-4431, https://doi.org/10.1093/nar/gks034.
  50. Zhu, Y., Rowley, M. J., Böhmdorfer, G., and Wierzbicki, A. T. (2013) A SWI/SNF chromatin-remodeling complex acts in noncoding RNA-mediated transcriptional silencing, Mol. Cell, 49, 298-309, https://doi.org/10.1016/j.molcel.2012.11.011.
  51. Sigman, M. J., and Slotkin, R. K. (2016) The first rule of plant transposable element silencing: location, location, location, Plant Cell, 28, 304-313, https://doi.org/10.1105/tpc.15.00869.
  52. English, J. J., and Jones, J. D. (1998) Epigenetic instability and trans-silencing interactions associated with an SPT::Ac T-DNA locus in tobacco, Genetics, 148, 457-469, https://doi.org/10.1093/genetics/148.1.457.
  53. Gouil, Q., and Baulcombe, D. C. (2018) Paramutation-like features of multiple natural epialleles in tomato, BMC Genomics, 19, 203, https://doi.org/10.1186/s12864-018-4590-4.
  54. Chopra, S., Athma, P., Li, X. G., and Peterson, T. (1998) A maize Myb homolog is encoded by a multicopy gene complex, Mol. Gen. Genet., 260, 372-380, https://doi.org/10.1007/s004380050906.
  55. Springer, N. M., and McGinnis, K. M. (2015) Paramutation in evolution, population genetics and breeding, Semin. Cell Dev. Biol., 44, 33-38, https://doi.org/10.1016/j.semcdb.2015.08.010.
  56. Coe, E. H. (1959) A regular and continuing conversion-type phenomenon at the B locus in maize, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 45, 828-832, https://doi.org/10.1073/pnas.45.6.828.
  57. Haring, M., Bader, R., Louwers, M., Schwabe, A., van Driel, R., and Stam, M. (2010) The role of DNA methylation, nucleosome occupancy and histone modifications in paramutation, Plant J., 63, 366-378, https://doi.org/10.1111/j.1365-313X.2010.04245.x.
  58. Hövel, I., Pearson, N. A., and Stam, M. (2015) Cis-acting determinants of paramutation, Semin. Cell Dev. Biol., 44, 22-32, https://doi.org/10.1016/j.semcdb.2015.08.012.
  59. Walker, E. L., and Panavas, T. (2001) Structural features and methylation patterns associated with paramutation at the r1 locus of Zea mays, Genetics, 159, 1201-1215, https://doi.org/10.1093/genetics/159.3.1201.
  60. Belele, C. L., Sidorenko, L., Stam, M., Bader, R., Arteaga-Vazquez, M. A., and Chandler, V. L. (2013) Specific tandem repeats are sufficient for paramutation-induced trans-generational silencing, PLoS Genetics, 9, e1003773, https://doi.org/10.1371/journal.pgen.1003773.
  61. Stam, M., Belele, C., Dorweiler, J. E., and Chandler, V. L. (2002) Differential chromatin structure within a tandem array 100 kb upstream of the maize b1 locus is associated with paramutation, Genes Dev., 16, 1906-1918, https://doi.org/10.1101/gad.1006702.
  62. Stam, M., Belele, C., Ramakrishna, W., Dorweiler, J. E., Bennetzen, J. L., and Chandler, V. L. (2002) The regulatory regions required for B′ paramutation and expression are located far upstream of the maize b1 transcribed sequences, Genetics, 162, 917-930, https://doi.org/10.1093/genetics/162.2.917.
  63. Louwers, M., Bader, R., Haring, M., van Driel, R., de Laat, W., and Stam, M. (2009) Tissue- and expression level-specific chromatin looping at maize b1 epialleles, Plant Cell, 21, 832-842, https://doi.org/10.1105/tpc.108.064329.
  64. Dorweiler, J. E., Carey, C. C., Kubo, K. M., Hollick, J. B., Kermicle, J. L., and Chandler, V. L. (2000) Mediator of paramutation1 is required for establishment and maintenance of paramutation at multiple maize loci, Plant Cell, 12, 2101-2118, https://doi.org/10.1105/tpc.12.11.2101.
  65. Erhard, K. F., Jr., Stonaker, J. L., Parkinson, S. E., Lim, J. P., Hale, C. J., and Hollick, J. B. (2009) RNA polymerase IV functions in paramutation in Zea mays, Science, 323, 1201-1205, https://doi.org/10.1126/science.1164508.
  66. Hale, C. J., Erhard, K. F., Jr., Lisch, D., and Hollick, J. B. (2009) Production and processing of siRNA precursor transcripts from the highly repetitive maize genome, PLoS Genet., 5, e1000598, https://doi.org/10.1371/journal.pgen.1000598.
  67. Hollick, J. B., and Chandler, V. L. (2001) Genetic factors required to maintain repression of a paramutagenic maize pl1 allele, Genetics, 157, 369-378, https://doi.org/10.1093/genetics/157.1.369.
  68. Nobuta, K., Lu, C., Shrivastava, R., Pillay, M., De Paoli, E., Accerbi, M., Arteaga-Vazquez, M., Sidorenko, L., Jeong, D. H., Yen, Y., Green, P. J., Chandler, V. L., and Meyers, B. C. (2008) Distinct size distribution of endogeneous siRNAs in maize: Evidence from deep sequencing in the mop1-1 mutant, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 105, 14958-14963, https://doi.org/10.1073/pnas.0808066105.
  69. Sidorenko, L., Dorweiler, J. E., Cigan, A. M., Arteaga-Vazquez, M., Vyas, M., Kermicle, J., Jurcin, D., Brzeski, J., Cai, Y., and Chandler, V. L. (2009) A dominant mutation in mediator of paramutation2, one of three second-largest subunits of a plant-specific RNA polymerase, disrupts multiple siRNA silencing processes, PLoS Genet., 5, e1000725, https://doi.org/10.1371/journal.pgen.1000725.
  70. Sekhon, R. S., Wang, P. H., Sidorenko, L., Chandler, V. L., and Chopra, S. (2012) Maize Unstable factor for orange1 is required for maintaining silencing associated with paramutation at the pericarp color1 and booster1 loci, PLoS Genet., 8, e1002980, https://doi.org/10.1371/journal.pgen.1002980.
  71. Sloan, A. E., Sidorenko, L., and McGinnis, K. M. (2014) Diverse gene-silencing mechanisms with distinct requirements for RNA polymerase subunits in Zea mays, Genetics, 198, 1031-1042, https://doi.org/10.1534/genetics.114.168518.
  72. El-Sappah, A. H., Yan, K., Huang, Q., Islam, M. M., Li, Q., Wang, Y., Khan, M. S., Zhao, X., Mir, R. R., Li, J., El-Tarabily, K. A., and Abbas, M. (2021) Comprehensive mechanism of gene silencing and its role in plant growth and development, Front. Plant Sci., 12, 705249, https://doi.org/10.3389/fpls.2021.705249.
  73. Arteaga-Vazquez, M., Sidorenko, L., Rabanal, F. A., Shrivistava, R., Nobuta, K., Green, P. J., Meyers, B. C., and Chandler, V. L. (2010) RNA-mediated trans-communication can establish paramutation at the b1 locus in maize, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 107, 12986-12991, https://doi.org/10.1073/pnas.1007972107.
  74. Haag, J. R., Ream, T. S., Marasco, M., Nicora, C. D., Norbeck, A. D., Pasa-Tolic, L., and Pikaard, C. S. (2012) In vitro transcription activities of Pol IV, Pol V, and RDR2 reveal coupling of Pol IV and RDR2 for dsRNA synthesis in plant RNA silencing, Mol. Cell, 48, 811-818, https://doi.org/10.1016/j.molcel.2012.09.027.
  75. Brzeska, K., Brzeski, J., Smith, J., and Chandler, V. L. (2010) Transgenic expression of CBBP, a CXC domain protein, establishes paramutation in maize, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 107, 5516-5521, https://doi.org/10.1073/pnas.1001576107.
  76. Creasey, K. M., and Martienssen, R. A. (2010) Germline reprogramming of heterochromatin in plants, Cold Spring Harbor Symp. Quantitat. Biol., 75, 269-274, https://doi.org/10.1101/sqb.2010.75.064.
  77. Slotkin, R. K., Vaughn, M., Borges, F., Tanurdzić, M., Becker, J. D., Feijó, J. A., and Martienssen, R. A. (2009) Epigenetic reprogramming and small RNA silencing of transposable elements in pollen, Cell, 136, 461-472, https://doi.org/10.1016/j.cell.2008.12.038.
  78. Olmedo-Monfil, V., Durán-Figueroa, N., Arteaga-Vázquez, M., Demesa-Arévalo, E., Autran, D., Grimanelli, D., Slotkin, R. K., Martienssen, R. A., and Vielle-Calzada, J. P. (2010) Control of female gamete formation by a small RNA pathway in Arabidopsis, Nature, 464, 628-632, https://doi.org/10.1038/nature08828.
  79. Hsieh, T. F., Ibarra, C. A., Silva, P., Zemach, A., Eshed-Williams, L., Fischer, R. L., and Zilberman, D. (2009) Genome-wide demethylation of Arabidopsis endosperm, Science, 324, 1451-1454, https://doi.org/10.1126/science.1172417.
  80. Mosher, R. A., Melnyk, C. W., Kelly, K. A., Dunn, R. M., Studholme, D. J., and Baulcombe, D. C. (2009) Uniparental expression of PolIV-dependent siRNAs in developing endosperm of Arabidopsis, Nature, 460, 283-286, https://doi.org/10.1038/nature08084.
  81. Siomi, H., and Siomi, M. C. (2011) Stress signaling etches heritable marks on chromatin, Cell, 145, 1005-1007, https://doi.org/10.1016/j.cell.2011.06.009.
  82. Höck, J., and Meister, G. (2008) The Argonaute protein family, Genome Biol., 9, 210, https://doi.org/10.1186/gb-2008-9-2-210.
  83. Brennecke, J., Aravin, A. A., Stark, A., Dus, M., Kellis, M., Sachidanandam, R., and Hannon, G. J. (2007) Discrete small RNA-generating loci as master regulators of transposon activity in Drosophila, Cell, 128, 1089-1103, https://doi.org/10.1016/j.cell.2007.01.043.
  84. Czech, B., Munafò, M., Ciabrelli, F., Eastwood, E. L., Fabry, M. H., Kneuss, E., and Hannon, G. J. (2018) piRNA-guided genome defense: from biogenesis to silencing, Annu. Rev. Genet., 52, 131-157, https://doi.org/10.1146/annurev-genet-120417-031441.
  85. Vagin, V. V., Sigova, A., Li, C., Seitz, H., Gvozdev, V., and Zamore, P. D. (2006) A distinct small RNA pathway silences selfish genetic elements in the germline, Science, 313, 320-324, https://doi.org/10.1126/science.1129333.
  86. Roche, S. E., and Rio, D. C. (1998) Trans-silencing by P elements inserted in subtelomeric heterochromatin involves the Drosophila Polycomb group gene, Enhancer of zeste, Genetics, 149, 1839-1855, https://doi.org/10.1093/genetics/149.4.1839.
  87. Josse, T., Teysset, L., Todeschini, A. L., Sidor, C. M., Anxolabéhère, D., and Ronsseray, S. (2007) Telomeric trans-silencing: an epigenetic repression combining RNA silencing and heterochromatin formation, PLoS Genet., 3, 1633-1643, https://doi.org/10.1371/journal.pgen.0030158.
  88. Ronsseray, S., Boivin, A., and Anxolabéhère, D. (2001) P-Element repression in Drosophila melanogaster by variegating clusters of P-lacZ-white transgenes, Genetics, 159, 1631-1642, https://doi.org/10.1093/genetics/159.4.1631.
  89. Kidwell, M. G., Kidwell, J. F., and Sved, J. A. (1977) Hybrid dysgenesis in Drosophila melanogaster: A syndrome of aberrant traits including mutation, sterility and male recombination, Genetics, 86, 813-833, https://doi.org/10.1093/genetics/86.4.813.
  90. De Vanssay, A., Bougé, A. L., Boivin, A., Hermant, C., Teysset, L., Delmarre, V., Antoniewski, C., and Ronsseray, S. (2012) Paramutation in Drosophila linked to emergence of a piRNA-producing locus, Nature, 490, 112-115, https://doi.org/10.1038/nature11416.
  91. De Vanssay, A., Bougé, A. L., Boivin, A., Hermant, C., Teysset, L., Delmarre, V., Antoniewski, C., and Ronsseray, S. (2013) piRNAs and epigenetic conversion in Drosophila, Fly, 7, 237-241, https://doi.org/10.4161/fly.26522.
  92. Hermant, C., Boivin, A., Teysset, L., Delmarre, V., Asif-Laidin, A., van den Beek, M., Antoniewski, C., and Ronsseray, S. (2015) Paramutation in Drosophila requires both nuclear and cytoplasmic actors of the piRNA pathway and induces cis-spreading of piRNA production, Genetics, 201, 1381-1396, https://doi.org/10.1534/genetics.115.180307.
  93. Sienski, G., Dönertas, D., and Brennecke, J. (2012) Transcriptional silencing of transposons by Piwi and maelstrom and its impact on chromatin state and gene expression, Cell, 151, 964-980, https://doi.org/10.1016/j.cell.2012.10.040.
  94. Le Thomas, A., Rogers, A. K., Webster, A., Marinov, G. K., Liao, S. E., Perkins, E. M., Hur, J. K., Aravin, A. A., and Tóth, K. F. (2013) Piwi induces piRNA-guided transcriptional silencing and establishment of a repressive chromatin state, Genes Dev., 27, 390-399, https://doi.org/10.1101/gad.209841.112.
  95. Le Thomas, A., Marinov, G. K., and Aravin, A. A. (2014) A transgenerational process defines piRNA biogenesis in Drosophila virilis, Cell Rep., 8, 1617-1623, https://doi.org/10.1016/j.celrep.2014.08.013.
  96. Le Thomas, A., Stuwe, E., Li, S., Du, J., Marinov, G., Rozhkov, N., Chen, Y. C., Luo, Y., Sachidanandam, R., Toth, K. F., Patel, D., and Aravin, A. A. (2014) Transgenerationally inherited piRNAs trigger piRNA biogenesis by changing the chromatin of piRNA clusters and inducing precursor processing, Genes Dev., 28, 1667-1680, https://doi.org/10.1101/gad.245514.114.
  97. Mohn, F., Sienski, G., Handler, D., and Brennecke, J. (2014) The rhino-deadlock-cutoff complex licenses noncanonical transcription of dual-strand piRNA clusters in Drosophila, Cell, 157, 1364-1379, https://doi.org/10.1016/j.cell.2014.04.031.
  98. Blumenstiel, J. P., Erwin, A. A., and Hemmer, L. W. (2016) What drives positive selection in the Drosophila piRNA machinery? The genomic autoimmunity hypothesis, Yale J. Biol. Med., 89, 499-512.
  99. Erwin, A. A., Galdos, M. A., Wickersheim, M. L., Harrison, C. C., Marr, K. D., Colicchio, J. M., and Blumenstiel, J. P. (2015) piRNAs are associated with diverse transgenerational effects on gene and transposon expression in a hybrid dysgenic syndrome of D. virilis, PLoS Genet., 11, e1005332, https://doi.org/10.1371/journal.pgen.1005332.
  100. Tsuji, J., Thomson, T., Brown, C., Ghosh, S., Theurkauf, W. E., Weng, Z., and Schwartz, L. M. (2021) Somatic piRNAs and transposons are differentially expressed coincident with skeletal muscle atrophy and programmed cell death, Front. Genet., 12, 775369, https://doi.org/10.3389/fgene.2021.775369.
  101. Rozhkov, N. V., Aravin, A. A., Zelentsova, E. S., Schostak, N. G., Sachidanandam, R., McCombie, W. R., Hannon, G. J., and Evgen’ev, M. B. (2010) Small RNA-based silencing strategies for transposons in the process of invading Drosophila species, RNA, 16, 1634-1645, https://doi.org/10.1261/rna.2217810.
  102. Dorador, A. P., Dalikova, M., Cerbin, S., Stillman, C. M., Zych, M. G., Hawley, R. S., Miller, D. E., Ray, D. A., Funikov, S. Y., Evgen’ev, M. B., and Blumenstiel, J. P. (2022) Paramutation-like epigenetic conversion by piRNA at the telomere of Drosophila virilis, Biology, 11, https://doi.org/10.3390/biology11101480.
  103. Kalmykova, A. I., and Sokolova, O. A. (2023) Retrotransposons and telomeres, Biochemistry (Moscow), 88, 1739-1753, https://doi.org/10.1134/s0006297923110068.
  104. Scarpa, A., and Kofler, R. (2023) The impact of paramutations on the invasion dynamics of transposable elements, Genetics, 225, https://doi.org/10.1093/genetics/iyad181.
  105. Shpiz, S., Ryazansky, S., Olovnikov, I., Abramov, Y., and Kalmykova, A. (2014) Euchromatic transposon insertions trigger production of novel Pi- and endo-siRNAs at the target sites in the drosophila germline, PLoS Genet., 10, e1004138, https://doi.org/10.1371/journal.pgen.1004138.
  106. Ciabrelli, F., Comoglio, F., Fellous, S., Bonev, B., Ninova, M., Szabo, Q., Xuéreb, A., Klopp, C., Aravin, A., Paro, R., Bantignies, F., and Cavalli, G. (2017) Stable polycomb-dependent transgenerational inheritance of chromatin states in Drosophila, Nat. Genet., 49, 876-886, https://doi.org/10.1038/ng.3848.
  107. Steffen, P. A., and Ringrose, L. (2014) What are memories made of? How Polycomb and Trithorax proteins mediate epigenetic memory, Nat. Rev. Mol. Cell Biol., 15, 340-356, https://doi.org/10.1038/nrm3789.
  108. Bantignies, F., Grimaud, C., Lavrov, S., Gabut, M., and Cavalli, G. (2003) Inheritance of Polycomb-dependent chromosomal interactions in Drosophila, Genes Dev., 17, 2406-2420, https://doi.org/10.1101/gad.269503.
  109. Ashe, A., Sapetschnig, A., Weick, E. M., Mitchell, J., Bagijn, M. P., Cording, A. C., Doebley, A. L., Goldstein, L. D., Lehrbach, N. J., Le Pen, J., Pintacuda, G., Sakaguchi, A., Sarkies, P., Ahmed, S., and Miska, E. A. (2012) piRNAs can trigger a multigenerational epigenetic memory in the germline of C. elegans, Cell, 150, 88-99, https://doi.org/10.1016/j.cell.2012.06.018.
  110. Bagijn, M. P., Goldstein, L. D., Sapetschnig, A., Weick, E. M., Bouasker, S., Lehrbach, N. J., Simard, M. J., and Miska, E. A. (2012) Function, targets, and evolution of Caenorhabditis elegans piRNAs, Science, 337, 574-578, https://doi.org/10.1126/science.1220952.
  111. Lee, H. C., Gu, W., Shirayama, M., Youngman, E., Conte, D., Jr., and Mello, C. C. (2012) C. elegans piRNAs mediate the genome-wide surveillance of germline transcripts, Cell, 150, 78-87, https://doi.org/10.1016/j.cell.2012.06.016.
  112. Shirayama, M., Seth, M., Lee, H. C., Gu, W., Ishidate, T., Conte, D., Jr., and Mello, C. C. (2012) piRNAs initiate an epigenetic memory of nonself RNA in the C. elegans germline, Cell, 150, 65-77, https://doi.org/10.1016/j.cell.2012.06.015.
  113. Shukla, A., Yan, J., Pagano, D. J., Dodson, A. E., Fei, Y., Gorham, J., Seidman, J. G., Wickens, M., and Kennedy, S. (2020) poly(UG)-tailed RNAs in genome protection and epigenetic inheritance, Nature, 582, 283-288, https://doi.org/10.1038/s41586-020-2323-8.
  114. Tsai, H. Y., Chen, C. C., Conte, D., Jr., Moresco, J. J., Chaves, D. A., Mitani, S., Yates, J. R., 3rd, Tsai, M. D., and Mello, C. C. (2015) A ribonuclease coordinates siRNA amplification and mRNA cleavage during RNAi, Cell, 160, 407-419, https://doi.org/10.1016/j.cell.2015.01.010.
  115. Yigit, E., Batista, P. J., Bei, Y., Pang, K. M., Chen, C. C., Tolia, N. H., Joshua-Tor, L., Mitani, S., Simard, M. J., and Mello, C. C. (2006) Analysis of the C. elegans Argonaute family reveals that distinct Argonautes act sequentially during RNAi, Cell, 127, 747-757, https://doi.org/10.1016/j.cell.2006.09.033.
  116. Buckley, B. A., Burkhart, K. B., Gu, S. G., Spracklin, G., Kershner, A., Fritz, H., Kimble, J., Fire, A., and Kennedy, S. (2012) A nuclear Argonaute promotes multigenerational epigenetic inheritance and germline immortality, Nature, 489, 447-451, https://doi.org/10.1038/nature11352.
  117. Mao, H., Zhu, C., Zong, D., Weng, C., Yang, X., Huang, H., Liu, D., Feng, X., and Guang, S. (2015) The Nrde pathway mediates small-RNA-directed histone H3 lysine 27 trimethylation in Caenorhabditis elegans, Curr. Biol., 25, 2398-2403, https://doi.org/10.1016/j.cub.2015.07.051.
  118. Schwartz-Orbach, L., Zhang, C., Sidoli, S., Amin, R., Kaur, D., Zhebrun, A., Ni, J., and Gu, S. G. (2020) Caenorhabditis elegans nuclear RNAi factor SET-32 deposits the transgenerational histone modification, H3K23me3, eLife, 9, e54309, https://doi.org/10.7554/eLife.54309.
  119. Shen, E. Z., Chen, H., Ozturk, A. R., Tu, S., Shirayama, M., Tang, W., Ding, Y. H., Dai, S. Y., Weng, Z., and Mello, C. C. (2018) Identification of piRNA binding sites reveals the Argonaute regulatory landscape of the C. elegans germline, Cell, 172, 937-951.e918, https://doi.org/10.1016/j.cell.2018.02.002.
  120. Zhang, D., Tu, S., Stubna, M., Wu, W. S., Huang, W. C., Weng, Z., and Lee, H. C. (2018) The piRNA targeting rules and the resistance to piRNA silencing in endogenous genes, Science, 359, 587-592, https://doi.org/10.1126/science.aao2840.
  121. Seth, M., Shirayama, M., Gu, W., Ishidate, T., Conte, D., Jr., and Mello, C. C. (2013) The C. elegans CSR-1 argonaute pathway counteracts epigenetic silencing to promote germline gene expression, Dev. Cell, 27, 656-663, https://doi.org/10.1016/j.devcel.2013.11.014.
  122. Wedeles, C. J., Wu, M. Z., and Claycomb, J. M. (2013) Protection of germline gene expression by the C. elegans Argonaute CSR-1, Dev. Cell, 27, 664-671, https://doi.org/10.1016/j.devcel.2013.11.016.
  123. Singh, M., Cornes, E., Li, B., Quarato, P., Bourdon, L., Dingli, F., Loew, D., Proccacia, S., and Cecere, G. (2021) Translation and codon usage regulate Argonaute slicer activity to trigger small RNA biogenesis, Nat. Commun., 12, 3492, https://doi.org/10.1038/s41467-021-23615-w.
  124. Gu, W., Shirayama, M., Conte, D., Jr., Vasale, J., Batista, P. J., Claycomb, J. M., Moresco, J. J., Youngman, E. M., Keys, J., Stoltz, M. J., Chen, C. C., Chaves, D. A., Duan, S., Kasschau, K. D., Fahlgren, N., Yates, J. R., 3rd, Mitani, S., Carrington, J. C., and Mello, C. C. (2009) Distinct argonaute-mediated 22G-RNA pathways direct genome surveillance in the C. elegans germline, Mol. Cell, 36, 231-244, https://doi.org/10.1016/j.molcel.2009.09.020.
  125. Pak, J., and Fire, A. (2007) Distinct populations of primary and secondary effectors during RNAi in C. elegans, Science, 315, 241-244, https://doi.org/10.1126/science.1132839.
  126. Goodwin, E. B., and Ellis, R. E. (2002) Turning clustering loops: sex determination in Caenorhabditis elegans, Curr. Biol., 12, R111-120, https://doi.org/10.1016/s0960-9822(02)00675-9.
  127. Johnson, C. L., and Spence, A. M. (2011) Epigenetic licensing of germline gene expression by maternal RNA in C. elegans, Science, 333, 1311-1314, https://doi.org/10.1126/science.1208178.
  128. Sapetschnig, A., Sarkies, P., Lehrbach, N. J., and Miska, E. A. (2015) Tertiary siRNAs mediate paramutation in C. elegans, PLoS Genet., 11, e1005078, https://doi.org/10.1371/journal.pgen.1005078.
  129. Rassoulzadegan, M., Grandjean, V., Gounon, P., Vincent, S., Gillot, I., and Cuzin, F. (2006) RNA-mediated non-mendelian inheritance of an epigenetic change in the mouse, Nature, 441, 469-474, https://doi.org/10.1038/nature04674.
  130. Bernex, F., De Sepulveda, P., Kress, C., Elbaz, C., Delouis, C., and Panthier, J. J. (1996) Spatial and temporal patterns of c-kit-expressing cells in WlacZ/+ and WlacZ/WlacZ mouse embryos, Development, 122, 3023-3033, https://doi.org/10.1242/dev.122.10.3023.
  131. Yuan, S., Oliver, D., Schuster, A., Zheng, H., and Yan, W. (2015) Breeding scheme and maternal small RNAs affect the efficiency of transgenerational inheritance of a paramutation in mice, Sci. Rep., 5, 9266, https://doi.org/10.1038/srep09266.
  132. Nocka, K., Tan, J. C., Chiu, E., Chu, T. Y., Ray, P., Traktman, P., and Besmer, P. (1990) Molecular bases of dominant negative and loss of function mutations at the murine c-kit/white spotting locus: W37, Wv, W41 and W, EMBO J., 9, 1805-1813, https://doi.org/10.1002/j.1460-2075.1990.tb08305.x.
  133. Grandjean, V., Gounon, P., Wagner, N., Martin, L., Wagner, K. D., Bernex, F., Cuzin, F., and Rassoulzadegan, M. (2009) The miR-124-Sox9 paramutation: RNA-mediated epigenetic control of embryonic and adult growth, Development, 136, 3647-3655, https://doi.org/10.1242/dev.041061.
  134. Wagner, K. D., Wagner, N., Ghanbarian, H., Grandjean, V., Gounon, P., Cuzin, F., and Rassoulzadegan, M. (2008) RNA induction and inheritance of epigenetic cardiac hypertrophy in the mouse, Dev. Cell, 14, 962-969, https://doi.org/10.1016/j.devcel.2008.03.009.
  135. Kiani, J., Grandjean, V., Liebers, R., Tuorto, F., Ghanbarian, H., Lyko, F., Cuzin, F., and Rassoulzadegan, M. (2013) RNA-mediated epigenetic heredity requires the cytosine methyltransferase Dnmt2, PLoS Genet., 9, e1003498, https://doi.org/10.1371/journal.pgen.1003498.
  136. Bartel, D. P. (2018) Metazoan microRNAs, Cell, 173, 20-51, https://doi.org/10.1016/j.cell.2018.03.006.
  137. Truesdell, S. S., Mortensen, R. D., Seo, M., Schroeder, J. C., Lee, J. H., LeTonqueze, O., and Vasudevan, S. (2012) MicroRNA-mediated mRNA translation activation in quiescent cells and oocytes involves recruitment of a nuclear microRNP, Sci. Rep., 2, 842, https://doi.org/10.1038/srep00842.
  138. Vasudevan, S., Tong, Y., and Steitz, J. A. (2007) Switching from repression to activation: microRNAs can up-regulate translation, Science, 318, 1931-1934, https://doi.org/10.1126/science.1149460.
  139. Cuzin, F., Grandjean, V., and Rassoulzadegan, M. (2008) Inherited variation at the epigenetic level: paramutation from the plant to the mouse, Curr. Opin. Genet. Dev., 18, 193-196, https://doi.org/10.1016/j.gde.2007.12.004.
  140. Czene, K., Lichtenstein, P., and Hemminki, K. (2002) Environmental and heritable causes of cancer among 9.6 million individuals in the Swedish family-cancer database, Int. J. Cancer, 99, 260-266, https://doi.org/10.1002/ijc.10332.
  141. Lesch, B. J., Tothova, Z., Morgan, E. A., Liao, Z., Bronson, R. T., Ebert, B. L., and Page, D. C. (2019) Intergenerational epigenetic inheritance of cancer susceptibility in mammals, eLife, 8, e39380, https://doi.org/10.7554/eLife.39380.
  142. You, J. S., and Jones, P. A. (2012) Cancer genetics and epigenetics: two sides of the same coin? Cancer Cell, 22, 9-20, https://doi.org/10.1016/j.ccr.2012.06.008

Supplementary files

Supplementary Files
Action
1. JATS XML
Download
2. Fig. 1. Comparison of classical inheritance of traits according to Mendel and with paramutation using the b1 locus in maize as an example. a – Classical segregation of traits in the progeny of first and second generation hybrids in accordance with Mendel’s first and second laws (top); the emergence of the a′ allele as a result of paramutation, which has the “A” phenotype, while the “a” phenotype disappears and is no longer manifested in generations (bottom). Red color – phenotype “A”, blue color – phenotype “a”. b – Interaction of alleles B-I (purple phenotype) and B′ (green phenotype) leads to the formation of the B′* allele and the manifestation of only the “green phenotype” in the first generation (F1) progeny. When F1 plants are further crossed with each other or when backcrossing with a homozygous B-I parent, all offspring will also have a “green phenotype” regardless of the genotype of the parents.

Download (224KB)
Indexing metadata
3. Fig. 2. Canonical RNA-directed DNA methylation pathway (RdDM pathway) in plants. The canonical RdDM pathway begins with transcription of siRNA precursors from genomic loci by Pol IV. NRPD1 is the largest subunit of Pol IV. Pol IV is recruited to genomic loci by the proteins SHH1 and CLSY, which recognize both H3K4me0 (unmethylated lysine) and H3K9me2. Then, the second complementary RNA strand is synthesized on the siRNA precursor template by RdRP, RDR2. Next, the DCL3 protein “cuts” dsRNA into 24-nucleotide siRNAs, which undergo methylation of the protruding 3′-terminal ribonucleotides by the RNA methyltransferase HEN1. In the final step of formation, the siRNA guide strand is loaded into one of the Ago proteins (Ago4, Ago6, or Ago9) and binds to the complementary target RNA. The siRNA-loaded Ago protein interacts with NRPE1, the largest subunit of Pol V, and recruits the SPT5L factor. The Pol V–Ago4–SPT5L complex then recruits the methyltransferase DRM2, which catalyzes de novo DNA methylation, to the genomic locus. The DDR complex, which includes the factors DRD1, DMS3, and RDM1, as well as the proteins SUVH2 and SUVH9, is involved in the recruitment of Pol V to the genomic locus and its methylation. The IDN2–IDP complex, which is bound simultaneously to DNA and transcribed RNA, recruits the ATP-dependent chromatin remodeling complex SWI–SNF to the locus to facilitate DNA methylation

Download (228KB)
Indexing metadata
4. Fig. 3. Comparative structure of different types of alleles of the b1 locus in maize. At a distance of ~100 kb from the start of transcription of the b1 gene, there are 853 bp tandem repeats (marked with red-green circles, where red denotes the 3'-terminal part of the repeat, and green denotes the 5'-terminal part). The efficiency of the paramutagenic effect in the b1 locus depends on the number of repeats and their structure.

Download (128KB)
Indexing metadata
5. Fig. 4. Paramutation in D. melanogaster upon crossing the T-1 and BX2 lines. a – The T-1 and BX2 lines carry transgenic constructs containing 7 tandem repeats of P-lacZ. In the BX2 line, the lacZ reporter gene is expressed (the blue color appears upon incubation of the ovaries in a solution with X-gal). In the T-1 line, the transgene expression is suppressed, therefore the ovaries are not stained. P – parental lines; G – generation; Bal1 and Bal2 – balancer chromosomes. b – Putative mechanism of piRNA-mediated transformation of the BX2 locus into a piRNA cluster during paramutation. PiRNAs originating from the T-1 locus are loaded into the Piwi protein. Piwi–piRNA complexes are then maternally inherited and bind to newly formed transcripts from the BX2 locus and recruit the histone methyltransferase SetDB1/Egg, which methylates H3K9. This constitutes cotranscriptional silencing of the locus. Following epigenetic modification of the locus, the Rhino–Cutoff complex binds to H3K9me3 and initiates piRNA cluster formation. After export from the nucleus to the cytoplasm, piRNA cluster transcripts undergo endonucleotic cleavage by Zuc/MitoPLD. All piRNAs produced by Zuc nuclease activity are characterized by a strong nucleotide preference for uridine at the 5′ end of piRNA molecules. Next, piRNA molecules are loaded into a complex with the Piwi protein, which carries out cotranscriptional silencing of the BX2* locus and is also transmitted to the next generation through the oocyte cytoplasm.

Download (243KB)
Indexing metadata
6. Fig. 5. Biogenesis of short noncoding RNAs and the self-foe recognition mechanism in C. elegans. In germline cells, piRNA gene clusters produce 21U RNAs that are loaded into PRG-1. The 21U RNA–PRG-1 complex initiates the formation of 22G RNAs from mRNAs by an RNA-dependent RNA polymerase, presumably RRF-1. It is proposed that mRNAs entering the cytoplasm from the nucleus are sequentially checked for sequence matching by CSR-1-bound 22G RNAs and PRG-1-bound 21U RNAs and serve as templates for the formation of additional 22G RNAs. Once 22G RNAs are formed on the mRNA template, these siRNAs are loaded into WAGO-9, enter the nucleus, and recognize a complementary transcript, initiating the recruitment of histone methyltransferases. The 22G-RNA–CSR-1 complex prevents the binding of siRNAs loaded into WAGO-9. Short non-coding RNA molecules within PRG-1 or CSR-1 initiate either the suppression of expression of the foreign sequence or provide permission for transcription (licensed gene) of the native mRNA

Download (289KB)
Indexing metadata
7. Fig. 6. An example of cascade paramutation in the nematode C. elegans

Download (285KB)
Indexing metadata
8. Fig. 7. Paramutation at the Kit locus in mice. Crossing pattern demonstrating modification in the wild-type allele and resulting in the “white tail” phenotype.

Download (99KB)
Indexing metadata

Copyright (c) 2024 Russian Academy of Sciences

Согласие на обработку персональных данных с помощью сервиса «Яндекс.Метрика»

1. Я (далее – «Пользователь» или «Субъект персональных данных»), осуществляя использование сайта https://journals.rcsi.science/ (далее – «Сайт»), подтверждая свою полную дееспособность даю согласие на обработку персональных данных с использованием средств автоматизации Оператору - федеральному государственному бюджетному учреждению «Российский центр научной информации» (РЦНИ), далее – «Оператор», расположенному по адресу: 119991, г. Москва, Ленинский просп., д.32А, со следующими условиями.

2. Категории обрабатываемых данных: файлы «cookies» (куки-файлы). Файлы «cookie» – это небольшой текстовый файл, который веб-сервер может хранить в браузере Пользователя. Данные файлы веб-сервер загружает на устройство Пользователя при посещении им Сайта. При каждом следующем посещении Пользователем Сайта «cookie» файлы отправляются на Сайт Оператора. Данные файлы позволяют Сайту распознавать устройство Пользователя. Содержимое такого файла может как относиться, так и не относиться к персональным данным, в зависимости от того, содержит ли такой файл персональные данные или содержит обезличенные технические данные.

3. Цель обработки персональных данных: анализ пользовательской активности с помощью сервиса «Яндекс.Метрика».

4. Категории субъектов персональных данных: все Пользователи Сайта, которые дали согласие на обработку файлов «cookie».

5. Способы обработки: сбор, запись, систематизация, накопление, хранение, уточнение (обновление, изменение), извлечение, использование, передача (доступ, предоставление), блокирование, удаление, уничтожение персональных данных.

6. Срок обработки и хранения: до получения от Субъекта персональных данных требования о прекращении обработки/отзыва согласия.

7. Способ отзыва: заявление об отзыве в письменном виде путём его направления на адрес электронной почты Оператора: info@rcsi.science или путем письменного обращения по юридическому адресу: 119991, г. Москва, Ленинский просп., д.32А

8. Субъект персональных данных вправе запретить своему оборудованию прием этих данных или ограничить прием этих данных. При отказе от получения таких данных или при ограничении приема данных некоторые функции Сайта могут работать некорректно. Субъект персональных данных обязуется сам настроить свое оборудование таким способом, чтобы оно обеспечивало адекватный его желаниям режим работы и уровень защиты данных файлов «cookie», Оператор не предоставляет технологических и правовых консультаций на темы подобного характера.

9. Порядок уничтожения персональных данных при достижении цели их обработки или при наступлении иных законных оснований определяется Оператором в соответствии с законодательством Российской Федерации.

10. Я согласен/согласна квалифицировать в качестве своей простой электронной подписи под настоящим Согласием и под Политикой обработки персональных данных выполнение мною следующего действия на сайте: https://journals.rcsi.science/ нажатие мною на интерфейсе с текстом: «Сайт использует сервис «Яндекс.Метрика» (который использует файлы «cookie») на элемент с текстом «Принять и продолжить».