Влияние освещённости на перемещение в потоке сеголеток радужной форели Oncorhynchus (Parasalmo) mykiss (Salmonidae) и на уровень тиреоидных гормонов и кортизола в их крови

Полный текст

Влияние тех или иных факторов среды во многом определяет, останутся рыбы в данном месте обитания или переместятся в другое (Павлов, 1979; Hilderbrand, Kershner, 2000; Mellina et al., 2005; Jonsson, Jonsson, 2011; Ferguson et al., 2019; Pavlov et al., 2022). Например, причинами локальных перемещений рыб или смены ими местообитания могут быть: снижение количества доступной пищи (Павлов и др., 2007; Ferguson et al., 2019; Павлов и др., 2020), конкуренция за ресурсы (Павлов и др., 2010; Ferguson et al., 2019), изменение температуры воды (Northcote, 1962; Ferguson et al., 2019; Pavlov et al., 2022) и многое другое.

Известна сигнальная роль освещённости в регуляции суточных ритмов миграций рыб (Harden Jones, 1968; Павлов, 1979; Гирса, 1981; Thorpe, 1982; Павлов и др., 2007) – изменения естественной освещённости определяют начало и продолжительность миграций рыб в течение суток, а изменения фотопериода на протяжении года активируют их сезонные миграции. Но может ли освещённость быть не только триггером, но и причиной возникновения миграций рыб – их массовых перемещений из одного места обитания в другое? Ответа на этот вопрос в литературе мы не обнаружили.

В природе продолжительная круглосуточная освещённость дневной интенсивности (>1000 лк) наблюдается в северной части ареала микижи (радужной форели) Oncorhynchus (Parasalmo) mykiss, кумжи Salmo trutta и атлантического лосося S. salar в начале лета, когда ранняя молодь начинает активно питаться и распределяться по участкам речной системы. Круглосуточное освещение возникает также на участках водоёмов, подверженных световому загрязнению, которое создают населённые пункты, промышленные предприятия и тому подобное. При этом вместо естественных ночных уровней освещённости (< 1 лк) наблюдаются сумеречные (1–100 лк). Такое загрязнение может влиять на пространственное распределение рыб в этих водоёмах, вызывать вынужденную смену ими местообитания или изменение/удлинение маршрута миграций (Riley et al., 2012, 2013; Vowles, Kemp, 2021). В свою очередь это может привести к ухудшению состояния рыб, повышению конкуренции за ресурсы и в конечном счёте к снижению численности популяции.

Динамика освещённости влияет и на уровень тиреоидных гормонов в крови рыб (Nakane et al., 2013; Kupprat et al., 2021; Ma et al., 2023). Часто изменения уровня тиреоидных гормонов и кортизола сопряжены с активацией или затуханием миграций рыб, а также их локальных перемещений в пределах водоёма, направленных на смену местообитания (Pavlov et al., 2010a; Björnsson et al., 2011; Deal, Volkoff, 2020). Однако характер связи (корреляционная или причинно-следственная) освещённости и миграционного поведения рыб остаётся неизвестным (Pavlov et al., 2022), и для его выявления требуется одновременно оценить влияние освещённости на поведение рыб и их гормональный статус.

В нашей работе мы проверяли гипотезу о том, что круглосуточная продолжительная освещённость может быть причиной, вызывающей смену местообитания молодью радужной форели. Для этого экспериментально оценивали реореакцию молоди в потоке воды при дневной (1000 лк) и сумеречной (100 лк) освещённости. По реореакции рыб можно судить о вероятности их направленного перемещения в естественных условиях в новое местообитание (Pavlov et al., 2022).

Цель работы – оценить влияние постоянной продолжительной освещённости 100 и 1000 лк на перемещения молоди радужной форели в потоке воды, уровень тиреоидных гормонов и кортизола в их крови.

МАТЕРИАЛ И МЕТОДИКА

Работа выполнена в июне–сентябре 2021 г. в лаборатории ИПЭЭ РАН на однополой (все самки) молоди радужной форели (товарная продукция племенного форелеводческого завода “Адлер”). В эксперименте использовали только молодь самок, чтобы половые различия не повлияли на результаты опытов. До начала опыта 4-месячную молодь средней длиной по Смитту 7.4 см и массой 6.5 г поместили в бассейн размером 3.0 × 0.6 × 0.6 м при уровне воды 0.5 м и плотности посадки ~ 340 экз/м³. В бассейне рыб содержали 41 сут. Водообмен составлял ~ 1/3 объёма бассейна в сутки. Содержание кислорода в воде в концентрации ~ 9 мг/л поддерживали аэраторами. Искусственную круглосуточную освещённость (~100 лк) создавали светодиодным светильником. Матовый рассеиватель светильника обеспечивал близкую к равномерной подсветку всей площади бассейна. Рыб кормили специализированным кормом Coppens (“Alltech”, Германия) с размером гранул 0.8–3.0 мм. Использовали рекомендованный производителем рацион для оптимального роста с поправкой на соответствующую температуру воды и массу рыб.

Исследование продолжалось 53–54 сут, с 11.07 по 02.09.2021 г. Случайно отобранных рыб по 127 экз. из бассейна содержания пересадили в два таких же бассейна. Для обеспечения одинакового качества воды её подавали в оба бассейна из единого блока очистки и дезинфекции воды. Водообмен в них составлял ~ 1/3 объёма в сутки, концентрация кислорода – ~9 мг/л, температура воды 15–17°С. Освещённость над первым бассейном не отличалась от таковой в бассейне содержания и составляла 100 лк, во втором бассейне была 1000 лк. Свет от одного бассейна не попадал на другой. Бассейны были расположены в помещении, изолированном от других источников света. Гибели рыб за весь период содержания не отмечено.

Поведенческие тесты рыб, содержащихся при двух разных освещённостях (100 и 1000 лк), проводили 01.09 и 2.09.2021 г. с 08:00 до 19:00. Каждый день чередовали опыты с рыбами, содержащимися при разной освещённости. В день проведения опытов особей не кормили, они получали корм в 19:00 предыдущих суток. Использованных в тесте рыб в бассейн не возвращали. Всего проведено по 12 опытов при каждой освещённости.

Для оценки реореакции рыб использовали гидродинамическую установку “Рыбоход” (Павлов и др., 2020; Pavlov et al., 2022). В ней с помощью насоса создавали поток воды. Воду подавали из общего блока очистки и дезинфекции воды, то есть вода была такой же температуры и химического состава, как и в бассейне содержания рыб. Максимальная скорость течения (в проходах между отсеками) составляла 30 см/с. При тестах освещённость в установке соответствовала таковой в бассейне содержания испытуемых рыб (100 или 1000 лк).

Десять случайно отобранных рыб пересаживали в стартовый отсек установки, закрытый с обеих сторон съёмными решётками. После 20-минутной акклимации рыб решётки убирали, включали видеокамеру SjCam A 10 (“SjCam”, Китай), и в течение 30 мин рыбы свободно перемещались по отсекам установки (с 1-го по 9-ый). По видеозаписям регистрировали число рыб в отсеках установки в конце опыта (30-я минута). По этим данным рассчитывали соотношение частот проявления рыбами трёх типов реореакции: положительного (ПТР) – движение против течения, отрицательного (ОТР) – движение по течению, компенсаторного (КТР) – сохранение своего положения относительно неподвижных ориентиров (Pavlov et al., 2022). Также рассчитывали индекс перемещения (Ип). Расчёт частоты проявления разных типов реореакции (P) проведён для каждого теста по формулам:

Р_ПТР = n_1–4/N, Р_КТР = n₅/N, Р_ОТР = n_6–9/N, где N – число рыб в опыте, экз.; n_1–4 – число рыб в 1–4-м отсеках “Рыбохода”, экз.; n₅ – число рыб в стартовом (5-м) отсеке, экз.; n_6–9 – число рыб в 6–9-м отсеках, экз.

Индекс перемещения (Ип) указывает, в каком направлении и насколько в среднем переместились рыбы в установке. Рассчитывали индекс по формуле:

Ип = ∑ [n_i(5 – i)]/[4∑n_i], где n_i – число рыб в i-том отсеке установки, экз.; 5 – номер стартового отсека; 4 – максимальное число отсеков от стартового, на которое может сместиться особь в данной установке; i – номер отсека.

Для обобщающей оценки поведения рыб в потоке мы ввели критерий перемещения рыб (Pavlov et al., 2022). Признаками наличия перемещения (миграционного поведения) рыб считали: а) Р_ПТР ≠ Р_ОТР (различие частот достоверное); б) Ип ≠ 0. Отсутствие любого из этих признаков означает, что особи сохраняли местоположение. Критерий основан на результатах натурных экспериментов на рыбах с априори известным резидентным (сохранение места обитания) или миграционным поведением (Pavlov et al., 2010b; Звездин, 2016; Павлов и др., 2019).

После завершения каждого из первых пяти тестов (с 8:00 до 13:00) у рыб отбирали кровь для снижения влияния циркадного ритма на результаты. Отбор крови (50–150 мкл) осуществляли прижизненно одноразовым инсулиновым шприцем (объёмом 1 мл) из хвостовой вены от каждой особи в отдельную пробирку (2 мл). У рыб после отбора крови измеряли длину по Смитту и массу тела, проверяли пол по морфологии и цвету половых желёз. Пробирки с кровью центрифугировали при 2000 об/мин (16.8 g), сыворотку отбирали в чистую пробирку, этикетировали и замораживали при –20°С. При определении концентрации гормонов сыворотку размораживали и разбавляли 5-кратным фосфатным буферным раствором (0.01 М, pH 7.4, “Sigma-Aldrich”, ФРГ). Методом иммуноферментного анализа с использованием тест-наборов производства “ХЕМА” (Россия) на приборе Mindray MR96A (КНР) в разбавленной сыворотке (индивидуальная проба) определяли концентрации кортизола (Crt), общего тироксина (Т₄), общего (Т₃) и свободного (FT₃) трийодтиронина – биологически активной фракции гормона (Comeau, Campana, 2006). Рассчитывали долю FT₃ относительно T₃ (%FT₃) (Eales, Shostak, 1985) и соотношение T₄/T₃ для оценки дейодирования – превращения Т₄ в Т₃. Всего концентрацию гормонов определили у 84 рыб – по 42 особи для каждой использованной освещённости.

После проведения поведенческих тестов и отбора проб крови длина и масса тела рыб, содержавшихся при освещённости 100 лк, были 13.8 ± 0.16 (11.5–16.6) см и 32.1 ± 1.13 (17.2–59.3) г; при освещённости 1000 лк – 13.2 ± 0.19 (10.5–15.5) см и 27.7 ± 1.19 (14.3–43.7) г.

Исходными данными для статистического анализа были средние частоты типов реореакции – критерий Стьюдента для долей (Лакин, 1973); результаты одного поведенческого опыта (по 12 значений для каждой группы) – H-критерий Краскела–Уоллиса (P_ПТР и P_ОТР) и одновыборочный критерий Стьюдента (Ип); индивидуальные величины уровня гормонов и показателей их соотношения в крови рыб – H-критерий Краскела–Уоллиса и U-критерий Манна–Уитни. Дополнительно провели проверку по H-критерию Краскела–Уоллиса зависимости P_ПТР и P_ОТР от времени суток, а также первого и второго дня тестирования; достоверного влияния указанных факторов не обнаружено (0.21 ≤ p ≤ 1.00), это позволило изложить результаты суммарно за два дня тестирования.

РЕЗУЛЬТАТЫ

Реореакция рыб, длительно содержавшихся при освещённости 100 и 1000 лк, оказалась различной (рисунок). При 100 лк рыбы почти одинаково часто двигались против течения и по нему – различия в частотах проявления рыбами ПТР (53%) и ОТР (43%) были недостоверны (критерий Стьюдента для долей: р = 0.13). При 1000 лк рыбы достоверно чаще (р << 0.0001) двигались против течения.

 

Соотношение частот проявления (P) разных типов реореакции молоди радужной форели Oncorhynchus (Parasalmo) mykiss при освещённости 100 (■) и 1000 () лк: ПТР, КТР и ОТР – соответственно положительный, компенсаторный и отрицательный типы реореакции. При 100 лк по критерию Стьюдента для долей различия P_ПТР и P_ОТР недостоверны (р = 0.27), при 1000 лк – достоверны (p < 0.0001).

 

При освещённости 100 лк Ип (0.057) статистически не отличался от 0 (одновыборочный t-критерий Стьюдента: р = 0.62). При освещённости 1000 лк индекс (0.384) достоверно (р = 0.001) отличался от 0.

Разная освещённость (100 или 1000 лк) не влияла на уровень тиреоидных гормонов и Crt в крови рыб, а также на величины показателей%FT₃ и T₄/T₃ (таблица). Статистический анализ не выявил достоверных различий между концентрацией гормонов и расчётных показателей у рыб, содержавшихся при освещённости 100 и 1000 лк, – уровень значимости был больше 0.52 как по Н-критерию Краскела–Уоллиса, так и по U-критерию Манна–Уитни.

 

Концентрация изученных гормонов и их соотношение в сыворотке крови молоди радужной форели Oncorhynchus (Parasalmo) mykiss, длительно содержавшейся при освещённости 100 и 1000 лк

Гормон и другие показатели	100 лк	1000 лк
Свободный трийодтиронин (FT3), пмоль/л	26.8 ± 1.25 11.6–39.1	27.7 ± 1.23 9.1–40.0
Общий трийодтиронин (T3), ммоль/л	11.4 ± 0.44 6.1–19.0	11.2 ± 0.48 7.2–19.0
Общий тироксин (T4), ммоль/л	122 ± 4.0 74–173	120 ± 3.8 75–172
Кортизол (Crt), ммоль/л	528 ± 32.4 157–1004	532 ± 29.3 270–989
Доля FT3 относительно Т3,%	0.26 ± 0.017 0.07–0.43	0.27 ± 0.017 0.06–0.42
T4/T3	11.3 ± 0.53 5.3–17.4	11.6 ± 0.59 4.7–17.7

Примечание. Над чертой – среднее значение и его ошибка, под чертой – пределы варьирования показателя.

 

ОБСУЖДЕНИЕ

Полученные результаты свидетельствуют о том, что длительная постоянная освещённость 100 и 1000 лк по-разному влияет на поведение сеголеток радужной форели рыб в потоке (реореакцию), но не влияет на уровень тиреоидных гормонов и кортизола в их крови.

Показатели реореакции молоди при 100 лк (P_ПТР ~ P_ОТР, Ип ~ 0) оказались такими же, как у ранее исследованных диких рыб разных видов, о которых было заранее известно, что они сохраняют своё место обитания (Pavlov et al., 2010b, 2022; Звездин, 2016; Павлов и др., 2019). При освещённости 1000 лк эти показатели (P_ПТР > P_ОТР, Ип > 0) были такими же, как у диких мигрирующих рыб разных видов. Следовательно, по критерию перемещения у молоди радужной форели в установке при 100 лк проявляется резидентное поведение, а при 1000 лк – миграционное.

Мы не обнаружили связи изменений поведения сеголеток форели с концентрациями в их крови тиреоидных гормонов и кортизола под влиянием исследованных режимов освещённости. И у рыб с миграционным поведением (при освещённости 1000 лк), и у особей с резидентным поведением (100 лк) концентрации гормонов оказались сходными. Часто в литературе отмечается, что изменение миграционного состояния рыб сопряжено с модификацией синтеза тиреоидных гормонов. Многие из таких работ выполнены на лососёвых в период смолтификации (Hutchison, Iwata, 1998; McCormick, 2001, 2012; Björnsson et al., 2011), в регуляцию которой и вовлечены тиреоидные гормоны. В других работах (Zydlewski et al., 2005; Павлов и др., 2020; Pavlov et al., 2022) рассмотрено влияние температуры воды и голодания, которые одновременно воздействовали как на поведение, так и на эндокринную систему рыб. Есть и исследования, оценивающие влияние экзогенных инъекций тиреоидных гормонов, которые в свою очередь вызывали покатную миграцию у молоди атлантического лосося (Godin et al., 1974), кеты O. keta, кижуча O. kisutch, чавычи O. tshawytscha и нерки O. nerka (Iwata, 1995). В нашей работе не обнаружено свидетельств регуляции эндогенными тиреоидными гормонами и кортизолом перемещений рыб. Тем не менее, очевидна вовлечённость этих гормонов в механизмы подготовки и реализации миграций рыб, в том числе за счёт повышения адаптивности рыб к быстро меняющимся условиям среды (Deal, Volkoff, 2020).

Есть данные, что световое загрязнение, например уличное освещение (Riley et al., 2012, 2013), нарушает расселение молоди и суточную ритмику миграции смолтов атлантического лосося. При естественной освещённости миграция приурочена к ночному периоду, а при световом загрязнении осуществляется в любое время суток. В нашем эксперименте использованы освещённости (100 и 1000 лк), не выходящие за пределы толерантности исследуемого вида (Ma et al., 2023). Тем не менее, выявлены изменения в поведении рыб, которые стоит учитывать при исследованиях распределения рыб в водоёмах.

Таким образом, в нашем исследовании установлено, что длительное содержание (53 сут) сеголеток радужной форели при постоянной освещённости 1000 лк может вызвать смену их местообитания (миграцию). Поведение сеголеток в потоке при меньшей освещённости (100 лк) характерно для рыб, остающихся в своём местообитании, – резидентов. При разных уровнях освещённости в пределах 100 и 1000 лк не выявлено различий в концентрациях трийодтиронина, тироксина и кортизола в крови сеголеток радужной форели, несмотря на изменение их миграционного состояния.

БЛАГОДАРНОСТИ

Авторы благодарны А.О. Касумяну (МГУ) за ценные комментарии к тексту рукописи, А.Г. Бушу (ИПЭЭ РАН) за помощь при проведении экспериментов.

ФИНАНСИРОВАНИЕ РАБОТЫ

Работа выполнена при финансовой поддержке Российского научного фонда: проекты № 19–14–00015 (проведение экспериментов и отбор проб) и № 19–14–00015-П (определение концентраций гормонов в пробах и анализ результатов).

Об авторах

В. В. Костин

Институт проблем экологии и эволюции РАН – ИПЭЭ РАН

Автор, ответственный за переписку.
Email: povedenie@yandex.ru
Россия, Москва

Е. Д. Павлов

Институт проблем экологии и эволюции РАН – ИПЭЭ РАН

Email: povedenie@yandex.ru
Россия, Москва

Е. В. Ганжа

Институт проблем экологии и эволюции РАН – ИПЭЭ РАН

Email: povedenie@yandex.ru
Россия, Москва

Д. С. Павлов

Институт проблем экологии и эволюции РАН – ИПЭЭ РАН

Email: povedenie@yandex.ru
Россия, Москва

Список литературы

Дополнительные файлы