The Problems of DNA-Barcoding the Shads of genus Alosa (Alosidae) of the Ponto-Caspian Basin

Cover Page

Cite item

Full Text

Abstract

Numerous studies show that species identification of representatives of the genus Alosa using various genetic markers is often difficult and the search for more specific biomarkers is required. For the first time we analyzed polymorphism of COI gene fragment of mitochondrial DNA of two representatives of this genus (A. tanaica and A. kessleri), supplemented with new data on A. immaculata, from the waters of the Ponto-Caspian basin in comparative aspect with other representatives of the herring (Clupeoidea) genera Alosa, Clupea, Clupeonella, Sprattus, and Sardinops. The main result was the conclusion that within the genus Alosa, it is not possible to identify species using the marker used. On the one hand, specimens collected from morphologically distinct individuals and identified as different species have the same haplotypes. On the other hand, samples belonging to different species differ from each other by an insignificant number of nucleotide substitutions and do not form independent clades on the phylogram and haplotype network. This indicates the absence of genetic differentiation between the studied samples of herrings of genus Alosa into separate species and species groups when using DNA barcoding based on the COI gene. The reasons for such a phenomenon may be the following: 1) incorrect identification of species in catches, since shads (Alosidae) have high morphological flexibility and in many species, the main external morphological characters often overlap; 2) recent time of speciation by the standards of biological evolution for shads of genus Alosa; 3) difference in proportion of interspecific hybrids, which can vary significantly between populations of the same species.

Full Text

Шэды, или пузанковые сельди (Alosidae), в составе отряда сельдеобразных (Clupeiformes) являются довольно древними представителями костистых рыб, известными по палеонтологическим находкам от 74 млн лет назад (меловой период) до интервала между нижним четвертичным периодом и нижним эоценом (Gaudant, 1991; Taverne, 2004). В настоящее время семейство представлено четырьмя родами и 32–34 видами (Fricke et al., 2023; Froese, Pauly, 2023). Максимальным видовым богатством в семействе характеризуется род Alosa, который насчитывает 15–24 видов морских, анадромных и пресноводных сельдей с нативными ареалами в водах Северной Америки, Северо-Восточной Атлантики, Средиземного моря, а также в Понто-Каспийском бассейне (Whitehead, 1985; Chiesa et al., 2014; Nelson et al., 2016; Fricke et al., 2023; Froese, Pauly, 2023). В водах России встречаются от 11 до 14 видов рода Alosa (Богуцкая, Насека, 2004; Dyldin et al., 2022), а наибольшее видовое разнообразие этого рода характерно для Понто-Каспийского бассейна (Faria et al., 2012), в котором, по данным разных авторов, насчитывается 7–17 видов и подвидов (Богуцкая, Насека, 2004; Esmaeili et al., 2014; Lavoué et al., 2014; Зубкова, Разинков, 2022; Dyldin et al., 2022; Froese, Pauly, 2023).

Шэды являются стайными пелагическими рыбами, имеющими в различных районах Северного полушария важное промысловое значение (McBride, 2014; Giantsis et al., 2015; Кукуев, Орлов, 2018; Vernygora et al., 2018). Продукция из них высоко ценится на рынках, на которых пузанковых сельдей реализуют в замороженном и солёном виде, также их используют для производства консервов, пресервов и рыбной муки (Giantsis et al., 2015; Coad, 2017). Особую значимость имеют пузанковые сельди в Каспийском море (Jafari et al., 2014, 2019), где их промысел ведут уже более столетия (Малкин, Андрианова, 2008), а максимальный исторический вылов в начале ХХ в. превышал 350 тыс. т (Зубкова, Разинков, 2022). Тем не менее в настоящее время каспийские сельди являются одним из недоиспользуемых ресурсов рыболовства, общий допустимый улов которых в последние годы реализуется только на 8–9% (Зубкова, Разинков, 2022). Вместе с тем популяции некоторых видов шэдов подвержены серьёзному негативному антропогенному воздействию в результате перелова, зарегулирования стока рек, загрязнения и разрушения местообитаний (Jafari et al., 2014; Taillebois et al., 2020), что привело к значительному сокращению их численности и стало причиной внесения отдельных видов в Красный список МСОП (Международный союз охраны природы – IUCN) как уязвимых (Dobrovolov et al., 2012; Dyldin et al., 2022).

Несмотря на промысловую значимость пузанковых сельдей и длительный период изучения, их таксономия остаётся до сих пор слабо разработанной, а филогенетические связи неясными, что препятствует разработке адекватных мер по их охране и требует проведения таксономической ревизии (Faria et al., 2004; Li, Ortí, 2007; Esmaeili et al., 2014; Lavoué et al., 2014; Vernygora et al., 2018).

В последние годы в мире широкое распространение в работах по систематике получил так называемый метод интегративной таксономии (Dayrat, 2005; Schlick-Steiner et al., 2010; Pante et al., 2015), основанный на использовании традиционного морфологического анализа и молекулярно-генетических подходов. Между тем систематика шэдов, традиционно основанная на использовании морфологических признаков (число тычинок на первой жаберной дуге и пропорции тела), плохо применима на практике (Mezhzherin et al., 2009; Dobrovolov et al., 2012; Vernygora et al., 2018), что обусловлено широкой экологической пластичностью и высокой скоростью морфологической эволюции представителей рассматриваемой группы (Гаджикурбанов и др., 2012; Сулейманов, 2017). Зачастую всё это приводит к неверной идентификации видов и препятствует принятию адекватных решений по их охране и управлению запасами (Faria et al., 2004; Mezhzherin et al., 2009; Dobrovolov et al., 2012; Esmaeili et al., 2014; Lavoué et al., 2014; Vernygora et al., 2018).

Молекулярно-генетических исследований, направленных на изучение таксономического положения, анализа популяционной структуры и филогенетических связей представителей рода Alosa с использованием различных маркеров (аллозимы, микросателлиты, митохондриальные гены) на сегодняшний день проведено немало. Бóльшая их часть выполнена в отношении европейских видов – преимущественно A. alosa и A. fallax (Boisneau et al., 1992; Alexandrino et al., 2006; Faria et al., 2011, 2012; Chiesa et al., 2014; Giantsis et al., 2015; Sabatino et al., 2022). В меньшей степени генетически изучены североамериканские виды (Julian, Bartron, 2007; Bowen et al., 2008; Mickle et al., 2015; Wang et al., 2017; Plough et al., 2018; Ogburn et al., 2023). Не остались в стороне от генетических исследований и виды пузанковых сельдей Понто-Каспийского бассейна. Однако до сих пор материалы ограничены локальными сборами отдельных видов из вод Азербайджана (Сулейманов, 2017), Болгарии (Dobrovolov et al., 2012), Ирана (Bani et al., 2019; Jafari et al., 2019), Румынии, Турции (Faria et al., 2006; Turan et al., 2010, 2015) и Украины (Mezhzherin et al., 2009; Vernygora et al., 2018). Молекулярно-генетический анализ A. tanaica и A. kessleri из вод Понто-Каспийского бассейна до настоящего времени не выполняли.

В то же время результаты многочисленных исследований показывают, что видовая идентификация представителей рода Alosa с применением различных генетических маркеров зачастую проблематична из-за отсутствия соответствия между морфологическими признаками изучаемых особей и данными генетического анализа (Boisneau et al., 1992; Mezhzherin et al., 2009; Dobrovolov et al., 2012; Vernygora et al., 2018), что требует поиска более специфических и многомолекулярных биомаркеров (Сулейманов, 2017).

Наше сообщение посвящено результатам сравнительного анализа полиморфизма первой субъединицы гена цитохромоксидазы (COI) митохондриальной ДНК (мтДНК) у четырёх видов пузанковых сельдей Понто-Каспийского бассейна (A. braschnikowi, A. immaculata, A. kessleri, A. tanaica), тихоокеанской сельди Clupea pallasii, европейского шпрота Sprattus sprattus и черноморско-каспийской тюльки Clupeonella cultriventris с целью выявления пригодности этого маркера для генетической идентификации видов рода Alosa в бассейнах Азовского, Чёрного и Каспийского морей и поиска альтернативных генетических маркеров для надёжного разделения видов рассматриваемой группы. В связи с увеличением в последние годы объёма контрафактной и фальсифицированной рыбной продукции (Торопова и др., 2019) поиск надёжных генетических маркеров приобретает особую актуальность.

Материал и методика

Выборки понто-каспийских пузанковых сельдей в 2021 г. собраны в реках (Сулак и Дон) и в Таганрогском заливе Азовского моря в процессе проведения научных исследований АзНИИРХ (сетями) и любительского удебного лова в мае–июне – в период, на который приходится нерест сельдей в Каспийском море и Азово-Черноморском бассейне (Казанова, Халдинова, 1940; Васильева, 2007; Васильева, Лужняк, 2013; Зубкова, Разинков, 2022).

Для видовой идентификации понто-каспийских пузанковых сельдей в полевых и лабораторных условиях использовали наиболее авторитетные источники, содержащие таксономические описания и определительные ключи (Световидов, 1952; Whitehead, 1985; Васильева, 2007; Богуцкая и др., 2013; Васильева, Лужняк, 2013). Основными морфологическими признаками для различения видов служили наличие зубов на челюстях и сошнике, относительные размеры рыла и глаза, форма тела, число жаберных тычинок на первой жаберной дуге и их длина относительно жаберных лепестков. Видовую идентификацию выловленных экземпляров осуществляли непосредственно авторы или их квалифицированные коллеги. Образцы тканей (фрагменты грудных плавников) фиксировали в 96%-ном этаноле. Информация по материалу, на котором основано исследование, представлена в табл. 1.

 

Таблица 1. Сведения по выборкам образцов сельдевидных (Clupeoidea), использованных в работе

Вид

Выборка

Число образцов

Дата сбора

Место сбора

Номер в базе генетических данных**

№

название*

Основная группа

Alosa braschnikowi

1

AB_GB

3

–

Иран

GBMND65829-21, GBMND65830-21, GBMND65831-21

A. immaculata

2

AI_Azov

25

16–25.06.2021 г.

Азовское море, Таганрогский залив

OR189296–OR189320

3

AI_GB

3

05–06.2016 г.

Азовское море

MG490172, MG490175, MG490176

A. kessleri

4

AK_Sul

6

31.05–02.06.2021 г.

Центральный Каспий, устье р. Сулак

OR189216–OR189221

5

AK_Zalom

3

08.05.2021 г.

г. Астрахань, рыбный рынок

OR189363–OR189365

A. tanaica

6

AT_Don

7

06.2021 г.

р. Дон, Ростовская обл.

OR189366–OR189372

7

AT_Azov

26

16–25.06.2021 г.

Азовское море, Таганрогский залив

OR189321–OR189346

Сестринская группа

Clupea pallasii

8

CP_Ain

38

2010 г.

оз. Айнское, Сахалин

OR189222–OR189259

9

CP_Vil

9

2016 г.

оз. Вилюй, Сахалин

OR189354–OR189362

10

CP_Jap

18

28.03.2017 г.

Южные Курилы

OR189260–OR189277

11

CP_Ber

18

2018 г.

Берингово море, Анадырский залив

OR189278–OR189295

12

CP_GB

3

–

–

AP009134, JQ354054.1, JF693633.1

Clupeonella cultriventris

13

CC_Azov

7

16–25.06.2021 г.

Азовское море

OR189347–OR189353

14

CC_GB

3

2003–2014 гг.

Средиземное, Азовское и Чёрное моря

KJ552938, EEFF116-06, EEFF092-06

Sprattus sprattus

15

SS_GB

3

2016–2021 гг.

Норвегия, Турция

MW075163.1, JQ624003.1, MN122923

Аутгруппа

Sardinops melanosticta

 

SM_GB

1

25.07.2016 г.

Япония

JF952843.1

Примечание. *“GB” в названии выборки маркирует образцы, взятые из баз генетических данных для сравнительного анализа; **двухзначный буквенный код означает принадлежность к базе генетических данных NCBI (https://www.ncbi.nlm.nih.gov/), четырёхзначный – к базе генетических данных BOLD Systems (https://www.boldsystems.org/); “–” – нет данных.

 

Выделение и очистку ДНК проводили с использованием набора для выделения ДНК Wizard SV 96 Genomic DNA Purification System (Promega, США) в соответствии с протоколом производителя. Для амплификации фрагмента гена COI использовали праймеры FishF2_tF TGTAAAACGACGGCCAGTCGACTAATCATAAAGATATCGGCAC, FishR2_tR CAGGAAACAGCTATGACACTTCAGGGTGACCGAAGAATCAGAA. Реакцию амплификации проводили по следующей программе: 3 мин денатурации ДНК при 95°С; 35 циклов (по 30 с) денатурации матрицы ДНК при 95°С; 30 с отжига праймеров при 52°С и элонгация синтеза 30 с при 72°С. Затем окончательная элонгация 10 мин при 72°С. После полимеразной цепной реакции (ПЦР) полученный продукт в объёме 3 мкл очищали от примесей осаждением этанолом (Silva et al., 2001). Реакцию секвенирования проводили с использованием праймера FishF2_tF и набора реагентов BigDye v.1 (Applied Biosystems, США). Для реакции секвенирования брали 0.4 пмоль очищенного продукта ПЦР и 3.2 пмоль праймера. После реакции секвенирования полученный продукт объёмом 0.5 мкл растворяли в 15 мкл формамида (Silva et al., 2001) и денатурировали 5 мин при 95°С. Секвенирование образцов ДНК пузанковых сельдей проводили на приборе ABI Prism 3130xl по протоколу производителя (Applied Biosystems, США).

Полученные последовательности гена COI обрабатывали с применением пакета программ Geneious 8.1.8 (Drummond et al., 2011). Нуклеотидные последовательности образцов пузанковых сельдей были переведены в необходимый формат для построения гаплотипической сети в программе PopArt (Leigh, Bryant, 2015). Расчёт доли гаплотипов для каждого вида сельдей рода Alosa проводили в программе Excel 2010. Также в программе Geneious 8.1.8 построено филогенетическое дерево (модель Tamura-Nei) методом присоединения соседей (NJ – neighbor-joining method) (Saitou, Nei, 1987). Для построения дерева были взяты 30 экз. рыб – от каждого вида по несколько образцов. В качестве аутгруппы использовали нуклеотидную последовательность гена COI дальневосточной сардины-иваси Sardinops melanosticta (= melanostictus) (JF952843.1) (Bowen et al., 2008) из международной базы данных NCBI (https://www.ncbi.nlm.nih.gov/). Статистическую оценку дерева провели методом бутстреп-анализа с генерацией случайных чисел (975364) и числом репликаций 1000 (Картавцев, 2008).

Результаты

Результаты получены на основании анализа полиморфизма гена мтДНК COI длиной 588 пар нуклеотидов (п.н.) 172 особей различных видов семейств Alosidae, Clupeidae и Ehiravidae (все последовательности, даже из баз данных, были обрезаны до одинакового числа п.н.). Всего в процессе исследования выявлено 49 гаплотипов: 15 гаплотипов тихоокеанской сельди, 3 гаплотипа европейского шпрота, 9 гаплотипов черноморско-каспийской тюльки и 22 гаплотипа видов сельдей рода Alosa. На основе последовательностей гена COI построена сеть гаплотипов (рис. 1).

 

Рис. 1. Сеть гаплотипов, основанная на полиморфизме гена COI в исследованных образцах сельдевидных (Clupeoidea): H1–H5 – общие гаплотипы у видов рода Alosa; у соединяющих гаплотипы линий указано число нуклеотидных замен (если не указано, это число равно 1). Здесь и на рис. 2: характеристики выборок см. в табл. 1.

 

Тихоокеанская сельдь, европейский шпрот и черноморско-каспийская тюлька хорошо различимы между собой и дифференцированы от представителей рода Alosa. На исследованном участке абсолютное число нуклеотидных замен между тихоокеанской сельдью и видами рода Alosa составляет 79, между тихоокеанской сельдью и европейским шпротом – 44, между европейским шпротом и черноморско-каспийской тюлькой – 88. Однако внутри рода Alosa идентифицировать виды с помощью выбранного маркера не представляется возможным. С одной стороны, образцы, отобранные от морфологически различающихся особей и идентифицированные как разные виды, имеют одинаковые гаплотипы. С другой стороны, образцы, относящиеся к разным видам, различаются между собой на незначительное число нуклеотидных замен. При этом образцы, принадлежащие к разным видам, значительно перемешаны между собой (рис. 1). Например, гаплотипы A. tanaica (AT_Don) распределены по гаплотипической сети хаотично. То же можно сказать и про A. immaculata (AI_Azov), у которой максимальное число нуклеотидных замен между образцами равно 8, при этом максимальное число мутаций между всеми видами сельдей рода Alosa составляет 7. Для убедительной демонстрации написанного выше массовые гаплотипы, которые встречаются у разных видов исследованных сельдей рода Alosa, представлены в табл. 2.

 

Таблица 2. Встречаемость общих гаплотипов гена COI у исследованных видов сельдей рода Alosa

Гаплотип

Вид

Число образцов

Доля особей, %

H1

A. tanaica

5

100.0

H2

A. immaculata

9

64.3

A. tanaica

5

35.7

H3

A. immaculata

9

42.9

A. tanaica

12

57.1

H4

A. braschnikowi

3

23.1

A. immaculata

2

15.4

A. kessleri

6

46.2

A. tanaica

2

15.4

H5

A. immaculata

2

66.7

A. kessleri

1

33.3

 

Обнаружено, что один и тот же гаплотип H4 встречается у всех четырёх видов рода Alosa. Гаплотип Н2 встречается у A. immaculata и A. tanaica, а гаплотип Н5 – у A. immaculata и A. kessleri. Эти данные свидетельствует об отсутствии генетической дифференциации исследованных видов сельдей рода Alosa на отдельные виды и группы видов при использовании ДНК-штрихкодирования с использованием нуклеотидных последовательностей гена COI. На основании анализа нуклеотидных последовательностей 30 образцов разных видов сельдевидных построено филогенетическое дерево с бутстреп-поддержкой (рис. 2), которое не позволило выявить межвидовую дифференциацию у исследованных сельдей рода Alosa. В одну группу со 100%-ной бутстреп-поддержкой попали все исследуемые виды сельдей.

 

Рис. 2. Филогенетическое дерево исследованных сельдевидных (Clupeoidea) c бутстреп-поддержкой, построенное на основании нуклеотидных последовательностей гена COI: в узлах указано значение поддержки, %; после названия выборки приведён порядковый номер образца.

 

Обсуждение

В процессе проведения предшествующих молекулярно-генетических исследований пузанковых сельдей рода Alosa были применены различные генетические маркеры, в том числе энзимы и аллозимы (Boisneau et al., 1992; Alexandrino et al., 2006; Mezhzherin et al., 2009; Dobrovolov et al., 2012), микросателлиты (Boisneau et al., 1992; Julian, Bartron, 2007; Mickle et al., 2015; Jafari et al., 2019; Sabatino et al., 2022), гены митохондриальных ДНК и РНК (COI, Cyt b, ND, NADH, 6S, 12S, 16S, D-loop) (Alexandrino et al., 2006; Li, Ortí, 2007; Bowen et al., 2008; Turan et al., 2010, 2015; Faria et al., 2011, 2012; Chiesa et al., 2014; Giantsis et al., 2015; Plough et al., 2018; Vernygora et al., 2018; Bani et al., 2019; Ogburn et al., 2023), ядерные гены (RAG1 и RAG2) (Li, Ortí, 2007), случайно амплифицируемая полиморфная ДНК – RAPD (Сулейманов, 2017) и одиночные нуклеотидные полиморфизмы – SNP (Faria et al., 2011; Vernygora et al., 2018). Результаты этих исследований продемонстрировали различную эффективность генетических маркеров для видовой идентификации представителей рода Alosa. В отношении дискриминации наиболее изученных европейских A. alosa и A. fallax с помощью молекулярно-генетических подходов хорошо зарекомендовали себя такие митохондриальные маркеры, как Cyt b и ND1 (Faria et al., 2011, 2012; Chiesa et al., 2014), но неэффективными для разделения этих видов оказались аллозимы (Boisneau et al., 1992). Однако сочетание Cyt b с аллозимами позволило Александрино с соавторами (Alexandrino et al., 2006) добиться надёжной дискриминации указанных видов.

Разнообразные генетические маркеры были успешно опробованы для различения североамериканских видов. Так, A. pseudoharengus и A. aestivalis хорошо различаются с помощью СОI (Plough et al., 2018; Ogburn et al., 2023) и при использовании полного митогенома (Lavoué et al., 2007). В то же время с помощью мтДНК-маркеров ND1 и Cyt b удалось дискриминировать A. alabamae, A. sapidissima, A. alosa, A. fallax, A. immaculata, A. mediocris и A. chrysochloris, но попытка разделить A. pseudoharengus и A. aestivalis оказалась неудачной (Bowen et al., 2008). Ли и Орти (Li, Ortí, 2007) успешно дискриминировали A. sapidissima, A. chrysochloris, A. pseudoharengus и A. aestivalis с помощью генов 12S и 16S митохондриальной РНК и ядерных маркеров RAG1 и RAG2.

Более сложная ситуация наблюдается в отношении понто-каспийских видов рода Alosа. C помощью 19 энзимных локусов не удалось выявить принципиальных различий между A. caspia, A. maeotica и A. immaculata (Mezhzherin et al., 2009). Невысокую разрешающую способность продемонстрировали в отношении A. immaculata и A. caspia аллозимные маркеры (Dobrovolov et al., 2012). Успешно дискриминировать A. fallax nilotica, A. caspia, A. maeotica, A. immaculata и A. tanaica удалось турецким учёным (Turan et al., 2015) с использованием целого комплекса митохондриальных маркеров – NADH3/4, NADH5/6, Cyt b, COX, D-loop и 16SrRNA. В то же время при помощи митохондриальных маркеров СОI и Cyt b, а также тонких методов генетического анализа (SNP) не удалось разделить в выборках из Азовского моря A. caspia и A. immaculata (Vernygora et al., 2018). Возможная причина этого может быть связана с методически некорректным сбором образцов для генетического анализа (не нерестовые группировки в двух близких географических нагульных локальностях в Азовском море).

Различная эффективность одних и тех же генетических маркеров для дифференциации представителей сельдей рода Alosa, по нашему мнению, может быть обусловлена следующими причинами:

  1. Некорректная идентификация видов в уловах, поскольку пузанковые сельди обладают высокой морфологической пластичностью и у многих видов основные внешние морфологические признаки (пропорции тела и число тычинок на первой жаберной дуге) зачастую перекрываются (Световидов, 1952; Whitehead, 1985; Васильева, 2007; Богуцкая и др., 2013; Васильева, Лужняк, 2013; Сулейманов, 2017).
  2. Недавнее по меркам биологической эволюции время видообразования пузанковых сельдей рода Alosa (Borodin, 1927; Bowen et al., 2008; Dobrovolov et al., 2012; Chiesa et al., 2014; Vernygora et al., 2018).
  3. Различная доля межвидовых гибридов, которая в разных популяциях одного и того же вида может значительно варьировать (Boisneau et al., 1992; Faria et al., 2004, 2011, 2012; Alexandrino et al., 2006; Jolly et al., 2011; Sotelo et al., 2014; Taillebois et al., 2020; Antognazza et al., 2022).

Ранее было показано, что разделение отдельных видов сельдей Понто-Каспийского бассейна с применением генетических маркеров затруднено из-за явного генетического сходства некоторых видов, что послужило основанием для мнения о конспецифичности A. immaculata, A. caspia и A. maeotica, которые являются лишь разными экологическими формами одного вида (Mezhzherin et al., 2009; Vernygora et al., 2018). Одна из возможных причин слабой генетической дифференциации пузанковых сельдей Понто-Каспийского бассейна связана с их эволюционной историей. Многие авторы сходятся во мнении, что формирование этих видов было обусловлено обособлением Каспийского и Азово-Черноморского бассейнов, которое произошло в межледниковый период в плейстоцене (Borodin, 1927; Vernygora et al., 2018). На этот же период приходится формирование анадромных и пресноводных популяций A. fallax в водах Италии (Chiesa et al., 2014), а также североамериканских видов Alosa (Bowen et al., 2008). Хорошо известно, что ДНК-штрихкодирование, основанное на применении митохондриальных маркеров (COI, Cyt b и других), зачастую оказывается неэффективным по отношению к молодым, недавно дивергировавшим видам (Шнеер, 2009; Гордеева, Шаховской, 2017; Орлова и др., 2018; Chernova et al., 2019; Картавцев, Редин, 2019). Поскольку пузанковых сельдей с уверенностью можно отнести к молодым видам, низкая эффективность генов мтДНК для их видовой генетической идентификации представляется вполне логичной.

Наш опыт популяционно-генетических исследований морской и озёрной форм тихоокеанской сельди (Orlova et al., 2021; Nedoluzhko et al., 2022) показал, что митохондриальные маркеры не всегда могут дифференцировать генетические различия у сельдей. После секвенирования образцов морской и озёрной форм тихоокеанской сельди, поиска дифференцирующих SNP мы нашли те маркеры, которые однозначно позволяют дифференцировать не только формы, но и отдельные популяции. Поэтому мы предлагаем решать поставленную в статье проблему при помощи ядерных маркеров. Методом секвенирования нового поколения (ddRAD) (Maroso et al., 2018) в ядерном геноме можно обнаружить однонуклеотидные замены, способные дифференцировать виды сельдей рода Alosa, экологические формы (если таковые имеются) и популяции внутри вида.

Другой возможной причиной, затрудняющей видовую идентификацию и понимание филогенетических связей пузанковых сельдей на основе генетического анализа с использованием митохондриальных маркеров, является наличие характерной для симпатрически распространённых видов рода Alosa межвидовой гибридизации. Это явление свойственно молодым, недавно дивергировавшим видам (Шнеер, 2009; Картавцев, Редин, 2019), к которым относятся и многие представители рода Alosа. В наибольшей степени такой феномен характерен для европейских видов A. alosa и A. fallax, в разных популяциях которых степень гибридизации может значительно варьировать (Boisneau et al., 1992; Faria et al., 2004, 2011, 2012; Alexandrino et al., 2006; Jolly et al., 2011; Sotelo et al., 2014; Taillebois et al., 2020; Antognazza et al., 2022). Отмечены случаи гибридизации и между североамериканскими видами шэдов (Hubert et al., 2008; McBride et al., 2014). Сведения о наличии межвидовой гибридизации между пузанковыми сельдями Понто-Каспийского бассейна до сих пор отсутствуют.

Поскольку с помощью митохондриальных маркеров невозможно обнаружить наличие межвидовой гибридизации, решение проблемы требует применения ядерных маркеров. В качестве начального шага на этом пути предполагается найти ядерные маркеры, чётко дифференцирующие виды пузанковых сельдей (полногеномное генотипирование или полногеномное секвенирование), и уже дальше по выбранным маркерам анализировать возможные гибриды.

Усиление межвидовой гибридизации между европейскими представителями рода Alosa в современный период связывают с нарушением их местообитаний, преимущественно в результате зарегулирования стока рек (Jolly et al., 2011; Antognazza et al., 2022). Крупные реки Понто-Каспийского бассейна (Волга, Дон, Днепр и другие) в течение первой половины XX столетия подверглись крупномасштабному гидростроительству с зарегулированием почти на всём протяжении основных стоков и превращением в цепочку водохранилищ (Слынько и др., 2010б), что привело практически к потере речных нерестилищ анадромных видов пузанковых сельдей. Результаты недавних исследований (Казачков, 2004; Пятикопова, 2018) показывают, что A. caspia и A. saposchnikowii постепенно отказались от использования речных нерестилищ, а нерест A. kessleri после зарегулирования стока р. Волга проходит только на незарегулированном её участке, где сохранилось основное русло. Таким образом, после зарегулирования стока рек Понто-Каспийского бассейна здесь сложились условия, способствующие межвидовой гибридизации пузанковых сельдей за счёт использования одних и тех же участков в качестве нерестилищ. Межвидовая гибридизация вкупе с негативным антропогенным воздействием (зарегулирование стока рек, разрушение местообитаний, загрязнение, браконьерство и др.) для популяций сельдей Понто-Каспийского бассейна представляют серьёзную опасность и могут привести к дальнейшему снижению их численности.

Заключение

Поскольку традиционное ДНК-штрихкодирование для видовой идентификации сельдей рода Alosa Понто-Каспийского бассейна с использованием гена COI (и других митохондриальных маркеров) невозможно, предлагается применять в дальнейшем для этих целей единичные нуклеотидные замены (SNP), используя для их поиска полногеномное генотипирование или метод ddRAD.

В процессе проведения исследований выявлено несколько заслуживающих пристального внимания белых пятен, на ликвидацию и решение которых следует направить усилия в ближайшем будущем по нескольким направлениям.

Первое направление связано с крайне слабой изученностью таксономического положения и филогенетических связей килек рода Clupeonella, в котором настоящее время насчитывается семь валидных видов (Fricke et al., 2023; Froese, Pauly, 2023), подавляющее большинство которых (C. abrau, C. caspia, C. cultriventris, C. engrauliformis, C. grimmi, C. tscharchalensis) распространены в Понто-Каспийском бассейне, а C. muhlisi – в турецком оз. Улубат бассейна Мраморного моря. Между тем до сих пор большинство немногочисленных генетических исследований килек ограничивались анализом внутривидовой организации отдельных видов (Laloei et al., 2009; Слынько и др., 2010а; Norouzi et al., 2012), а изучение их родственных связей выполнено только на выборках C. cultriventris, C. engrauliformis и C. grimmi из Южного Каспия (Laloei et al., 2005). При этом в банках генетических данных – NCBI и BOLD Systems (https://www.boldsystems.org/) – представлены нуклеотидные последовательности только одного из семи видов – C. cultriventris.

Другим белым пятном (направлением) остаётся таксономическое положение и внутривидовая структура широко распространённой в водах Европы, Средиземного моря и Понто-Каспийского бассейна южноевропейской атерины Atherina boyeri. До сих пор генетические исследования этого вида были сосредоточены на анализе популяционной структуры и базировались на сборах преимущественно из Средиземного моря (Klossa-Kilia et al., 2002; Astolfi et al., 2005; Milana et al., 2008, 2012; Boudinar et al., 2016). Внутривидовая организация атерины в пределах Понто-Каспийского бассейна остаётся неисследованной, а в банках генетических данных (NCBI, BOLD Systems) представлены нуклеотидные последовательности этого вида только из вод Европы и Средиземного моря и полностью отсутствуют из Понто-Каспийского бассейна.

Наконец, учитывая общую эволюционную историю понто-каспийских сельдей, килек и атерины, результаты сравнительного генетического анализа могли бы предоставить новые и весьма интересные данные для реконструкции микро- и макроэволюционных процессов, происходивших в прошлом в популяциях пелагических рыб (включая пузанковых сельдей), населяющих ныне акваторию Понто-Каспийского бассейна.

Благодарности

Авторы выражают искреннюю признательность Д.С. Курносову (Тихоокеанский филиал ВНИРО – ТИНРО) и В.А. Якухину (ООО “МИС”) за помощь в сборе материалов по тихоокеанской сельди и A. tanaica, а также А.А. Сергееву (ВНИРО) за помощь в проведении видовой идентификации и биологического анализа A. tanaica. Мы искренне благодарны двум анонимным рецензентам за внимательное прочтение рукописи и высказанные ценные критические замечания, которые позволили значительно улучшить качество работы.

Финансирование работы

Подготовка работы выполнена при финансовой поддержке Российского научного фонда, грант № 22-24-01036 “Генетические особенности эволюционных процессов при образовании экологических форм сельди Clupea pallasii и близких к ней биологических видов”.

×

About the authors

S. Yu. Orlova

Russian Federal Research Institute of Fisheries and Oceanography; Shirshov Institute of Oceanology of Russian Academy of Sciences

Email: orlov.am@ocean.ru
Russian Federation, Moscow; Moscow

O. R. Emelyanova

Russian Federal Research Institute of Fisheries and Oceanography; Lomonosov Moscow State University

Email: orlov.am@ocean.ru
Russian Federation, Moscow; Moscow

N. A. Nebesikhina

Azov-Black Sea Branch of the Russian Federal Research Institute of Fisheries and Oceanography

Email: orlov.am@ocean.ru
Russian Federation, Rostov-on-Don

N. I. Rabazanov

Dagestan State University; Caspian Institute of Biological Resources of the Dagestan Federal Research Center of the Russian Academy of Sciences

Email: orlov.am@ocean.ru
Russian Federation, Makhachkala, Republic of Dagestan; Makhachkala, Republic of Dagestan

A. M. Orlov

Shirshov Institute of Oceanology of Russian Academy of Sciences; Dagestan State University; Caspian Institute of Biological Resources of the Dagestan Federal Research Center of the Russian Academy of Sciences; Tomsk State University; Severtsov Institute of Ecology and Evolution of the Russian Academy of Sciences

Author for correspondence.
Email: orlov.am@ocean.ru
Russian Federation, Moscow; Makhachkala, Republic of Dagestan; Makhachkala, Republic of Dagestan; Tomsk; Moscow

References

  1. Богуцкая Н.Г., Насека А.М. 2004. Каталог бесчелюстных и рыб пресных и солоноватых вод России с номенклатурными и таксономическими комментариями. М.: Т-во науч. изд. КМК, 389 с.
  2. Богуцкая Н.Г., Кияшко П.В., Насека А.М., Орлова М.И. 2013. Определитель рыб и беспозвоночных Каспийского моря. Т. 1. Рыбы и моллюски. СПб.: Т-во науч. изд. КМК, 543 с.
  3. Васильева Е.Д. 2007. Рыбы Черного моря. Определитель морских, солоноватоводных, эвригалинных и проходных видов с цветными иллюстрациями, собранными С.В. Богородским. М.: Изд-во ВНИРО, 238 с.
  4. Васильева Е.Д., Лужняк В.А. 2013. Рыбы бассейна Азовского моря. Ростов н/Д: Изд-во ЮНЦ РАН, 272 с.
  5. Гаджикурбанов Т.Т., Зурхаева У.Д., Устарбекова Д.А. и др. 2012. Морфологическая характеристика сельдей в западной части Среднего Каспия // Изв. ДГПУ. Естественные и точные науки. № 3. С. 49–54.
  6. Гордеева Н.В., Шаховской И.Б. 2017. Применение ДНК-баркодинга для идентификации видов и филогенетических исследований летучих рыб (Exocoetidae) // Вопр. ихтиологии. Т. 57. № 2. С. 212–221. https://doi.org/10.7868/S0042875217020126
  7. Зубкова Т.С., Разинков В.П. 2022. Морские мигрирующие сельди Каспийского моря // Вопр. рыболовства. Т. 23. № 2. С. 51–62. https://doi.org/10.36038/0234-2774-2022-23-2-51-62
  8. Казанова И.И., Халдинова Н.А. 1940. Места и условия нереста каспийских сельдей в дельте Волги (по распределению их икры и личинок) // Тр. ВНИРО. Т. 14. С. 77–108.
  9. Казачков Г.В. 2004. О развитии отечественной таксономии сельдей рода Alosa (Pisces, Clupeiformes, Clupeidae), известных в XIX веке под названием “бешенка” (по литературным источникам) // Поволж. экол. журн. Т. 3. С. 277–284.
  10. Картавцев Ю.Ф. 2008. Молекулярная эволюция и популяционная генетика. Владивосток: Изд-во ДГУ, 562 с.
  11. Картавцев Ю.Ф., Редин А.Д. 2019. Оценки генетической интрогрессии, ретикуляции генных деревьев, дивергенции таксонов и состоятельности ДНК-штрихкодирования по молекулярным маркерам генов // Успехи соврем. биологии. Т. 139. № 1. С. 3–24. https://doi.org/10.1134/S004213241901006X
  12. Кукуев Е.И., Орлов А.М. 2018. Новый подвид финты – балтийская финта Alosa fallax balticus (Clupeidae) // Биология внутр. вод. Т. 4. С. 28–37. https://doi.org/10.1134/S0320965218040113
  13. Малкин Е.М., Андрианова С.Б. 2008. Биология и особенности формирования численности большеглазого пузанка Alosa saposchnikowii // Вопр. ихтиологии. Т. 48. № 4. С. 485–493.
  14. Орлова С.Ю., Орлов А.М., Байталюк А.А. и др. 2018. Разнообразие гена CO1 митохондриальной ДНК у представителей рода Antimora (Moridae, Gadiformes, Teleostei) // Докл. РАН. Т. 482. № 6. С. 722–727. https://doi.org/10.31857/S086956520002949-6
  15. Пятикопова О.В. 2018. Покатная миграция личинок и молоди сельди-черноспинки в незарегулированной части реки Волги (2016–2017 гг.) // Вестн. НГАУ. № 2. С. 72–80.
  16. Световидов А.Н. 1952. Фауна СССР. Рыбы. Сельдевые (Clupeidae). Т. 2. Вып. 1. М.; Л.: Наука, 331 с.
  17. Слынько Ю.В., Карабанов Д.П., Столбунова В.В. 2010а. Генетический анализ внутривидовой структуры черноморско-каспийской тюльки Clupeonella cultriventris (Nordmann, 1840) (Actinopterygii: Clupeidae) // Докл. РАН. Т. 433. № 2. С. 283–285.
  18. Слынько Ю.В., Дгебуадзе Ю.Ю., Новицкий Р.А., Христов О.А. 2010б. Инвазии чужеродных рыб в бассейнах крупнейших рек Понто-Каспийского бассейна: состав, векторы, инвазионные пути и темпы // Рос. журн. биол. инвазий. Т. 3. № 4. С. 74–89.
  19. Сулейманов С.Ш. 2017. Популяционно-генетический анализ бражниковских сельдей Alosa braschnikowi (Borodin, 1904) Каспийского моря // Adv. Biol. Earth Sci. V. 2. № 1. P. 103–111.
  20. Торопова Н.В., Мехдиев Э.Т., Лебедев И.А. 2019. Актуальные проблемы потребления продовольствия: потребление фальсифицированной и контрафактной продукции // Экономика: вчера, сегодня, завтра. Т. 9. № 10А. С. 630–638. https://doi.org/10.34670/AR.2020.91.10.071
  21. Шнеер В.С. 2009. ДНК-штрихкодирование видов животных и растений – способ их молекулярной идентификации и изучения биоразнообразия // Журн. общ. биологии. Т. 70. № 4. С. 296–315.
  22. Alexandrino P., Faria R., Linhares D. et al. 2006. Interspecific differentiation and intraspecific substructure in two closely related clupeids with extensive hybridization, Alosa alosa and Alosa fallax // J. Fish Biol. V. 69. № sb. P. 242–259. https://doi.org/10.1111/j.1095-8649.2006.01289.x
  23. Antognazza C.M., Sabatino S.J., Britton R.J. et al. 2022. Hybridization and genetic population structure of Alosa population in the United Kingdom // Ibid. V. 101. № 2. P. 408–413. https://doi.org/10.1111/jfb.14917
  24. Astolfi L., Dupanloup I., Rossi R. et al. 2005. Mitochondrial variability of sand smelt Atherina boyeri populations from north Mediterranean coastal lagoons // Mar. Ecol. Prog. Ser. V. 297. P. 233–243. https://doi.org/10.3354/meps297233
  25. Bani A., Khataminejad S., Vaziri H.R., Haseli M. 2019. The taxonomy of Alosa caspia (Clupeidae: Alosinae), using molecular and morphometric specifications, in the South Caspian Sea // Eur. Zool. J. V. 86. № 1. P. 156–172. https://doi.org/10.1080/24750263.2018.1559366
  26. Boisneau P., Mennesson‐Boisneau C., Guyomard R. 1992. Electrophoretic identity between allis shad, Alosa alosa (L.), and twaite shad, A. fallax (Lacepede) // J. Fish Biol. V. 40. № 5. P. 731–738. https://doi.org/10.1111/j.1095-8649.1992.tb02620.x
  27. Borodin N.A. 1927. Changes of environment as cause of the origin of varieties or subspecies // Am. Nat. V. 61. № 674. P. 266–271. https://doi.org/10.1086/280149
  28. Boudinar A.S., Chaoui L., Quignard J.P. et al. 2016. Otolith shape analysis and mitochondrial DNA markers distinguish three sand smelt species in the Atherina boyeri species complex in western Mediterranean // Estuar. Coast. Shelf Sci. V. 182. Pt. A. P. 202–210. https://doi.org/10.1016/j.ecss.2016.09.019
  29. Bowen B.R., Kreiser B.R., Mickle P.F. et al. 2008. Phylogenetic relationships among North American Alosa species (Clupeidae) // J. Fish Biol. V. 72. № 5. P. 1188–1201. https://doi.org/10.1111/j.1095-8649.2007.01785.x
  30. Chernova N.V., Voskoboinikova O.S., Kudryavtseva O.Y. et al. 2019. Taxonomic status of the Okhotsk lumpsucker Eumicrotremus ochotonensis (Cyclopteridae, Cottoidei) with redescription of E. derjugini // J. Ichthyol. V. 59. № 3. P. 289–306. https://doi.org/10.1134/S0032945219030032
  31. Chiesa S., Lucentini L., Piccinini A. et al. 2014. First molecular characterization of twaite shad Alosa fallax (Lacepede, 1803) from Italian populations based on Cytochrome b gene sequencing // Ital. J. Freshw. Ichthyol. V. 1. № 1. P. 9–18.
  32. Coad B.W. 2017. Review of the herrings of Iran (Family Clupeidae) // Int. J. Aquat. Biol. V. 5. № 3. P. 128–192. https://doi.org/10.22034/ijab.v5i3.282
  33. Dayrat B. 2005. Towards integrative taxonomy // Biol. J. Linn. Soc. V. 85. № 3. P. 407–417. https://doi.org/10.1111/j.1095-8312.2005.00503.x
  34. Dobrovolov I., Ivanova P., Georgiev Z. et al. 2012. Allozyme variation and genetic identification of shad species (Pisces: Clupeidae, genus Alosa) along Bulgarian Black Sea coast // Acta Zool. Bulg. V. 64. № 2. P. 175–183.
  35. Drummond A.J., Ashton B., Buxton S. et al. 2011. Geneious v5.4 (http://www.geneious.com. Version 06/2023).
  36. Dyldin Y.V., Orlov A.M., Hanel L. et al. 2022. Ichthyofauna of the fresh and brackish waters of Russia and adjacent areas: annotated list with taxonomic comments. 1. Families Petromyzontidae–Pristigasteridae // J. Ichthyol. V. 62. № 3. P. 385–414. https://doi.org/10.1134/S0032945222030031
  37. Esmaeili H.R., Coad B.W., Mehraban H.R. et al. 2014. An updated checklist of fishes of the Caspian Sea basin of Iran with a note on their zoogeography // Iran. J. Ichthyol. V. 1. № 3. P. 152–184. https://doi.org/10.22034/iji.v1i3.18
  38. Faria R., Wallner B., Weiss S., Alexandrino P. 2004. Isolation and characterization of eight dinucleotide microsatellite loci from two closely related clupeid species (Alosa alosa and A. fallax) // Mol. Ecol. Notes. V. 4. № 4. P. 586–588. https://doi.org/10.1111/j.1471-8286.2004.00745.x
  39. Faria R., Weiss S., Alexandrino P. 2006. A molecular phylogenetic perspective on the evolutionary history of Alosa spp. (Clupeidae) // Mol. Phylogenet. Evol. V. 40. № 1. P. 298–304. https://doi.org/10.1016/j.ympev.2006.02.008
  40. Faria R., Pinheiro A., Gabaldón T. et al. 2011. Molecular tools for species discrimination and detection of hybridization between two closely related Clupeid fishes Alosa alosa and A. fallax // J. Appl. Ichthyol. V. 27. № s3. P. 16–20. https://doi.org/10.1111/j.1439-0426.2011.01846.x
  41. Faria R., Weiss S., Alexandrino P. 2012. Comparative phylogeography and demographic history of European shads (Alosa alosa and A. fallax) inferred from mitochondrial DNA // BMC Evol. Biol. V. 12. Article 194. https://doi.org/10.1186/1471-2148-12-194
  42. Fricke R., Eschmeyer W.N., Fong J.D. (eds.). 2023. Eschmeyer's catalog of fishes: Genera/Species by Family/Subfamily (http://researcharchive.calacademy.org/research/ichthyology/catalog/SpeciesByFamily.asp. Version 06/2023).
  43. Froese R., Pauly D. (eds.). 2023. FishBase. World Wide Web electronic publication (www.fishbase.org. Version 06/2023).
  44. Gaudant J. 1991. Paleontology and history of clupeoid fishes // The freshwater fishes of Europe. Wiesbaden: Aula Verlag. P. 32–44.
  45. Giantsis I.A., Kechagia S., Apostolidis A.P. 2015. Evaluating the genetic status of the IUCN vulnerable endemic Macedonian shad (Alosa macedonica, Vinciguerra, 1921) from Lake Volvi // J. Appl. Ichthyol. V. 31. № 1. P. 184–187. https://doi.org/10.1111/jai.12494
  46. Hubert N., Hanner R., Holm E. et al. 2008. Identifying Canadian freshwater fishes through DNA barcodes // PLоS One. V. 3. № 6. Article e2490. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0002490
  47. Jafari O., Shabany A., Miandare H.K. 2014. A study of genetic population of Alosa braschnicowi (Borodin, 1904) in Sari and Mahmodabad coasts in the Caspian Sea, using microsatellite loci // Int. J. Aquat. Biol. V. 2. № 1. P. 20–26. https://doi.org/10.22034/ijab.v2i1.19
  48. Jafari O., Fernandes J.M.O., Hedayati A et al. 2019. Microsatellite analysis of five populations of Alosa braschnikowi (Borodin, 1904) across the southern coast of the Caspian Sea // Front. Genet. V. 10. Article 760. https://doi.org/10.3389/fgene.2019.00760
  49. Jolly M.T., Maitland P.S., Genner M.J. 2011. Genetic monitoring of two decades of hybridization between allis shad (Alosa alosa) and twaite shad (Alosa fallax) // Conserv. Genet. V. 12. № 4. P. 1087–1100. https://doi.org/10.1007/s10592-011-0211-3
  50. Julian S.E., Bartron M.L. 2007. Microsatellite DNA markers for American shad (Alosa sapidissima) and cross‐species amplification within the family Clupeidae // Mol. Ecol. Notes. V. 7. № 5. P. 805–807. https://doi.org/10.1111/j.1471-8286.2007.01710.x
  51. Klossa-Kilia E., Prassa M., Papasotiropoulos et al. 2002. Mitochondrial DNA diversity in Atherina boyeri populations as determined by RFLP analysis of three mtDNA segments // Heredity. V. 89. № 5. P. 363–370. https://doi.org/10.1038/sj.hdy.6800144
  52. Laloei F., Fazli H., Nayerani M. et al. 2005. Genetic variation of Clupeonidae (Clupeonella cultriventris, C. engrauliformis and C. grimmi) in southern part of Caspian Sea as revealed by RFLP Analysis. Tehran: Fish. Res. Inst. Iran, 58 p.
  53. Laloei F., Eimanifar A., Rezvani S. 2009. Genetic variation of Clupeonella engrauliformis populations inferred from RFLP analysis of mitochondrial DNA D-loop region on the Southern coast of the Caspian Sea, Iran // Asian Fish. Sci. V. 22. № 3. P. 929–941. https://doi.org/10.33997/j.afs.2009.22.3.006
  54. Lavoué S., Miya M., Saitoh K. et al. 2007. Phylogenetic relationships among anchovies, sardines, herrings and their relatives (Clupeiformes), inferred from whole mitogenome sequences // Mol. Phylogenet. Evol. V. 43. № 3. P. 1096–1105. https://doi.org/10.1016/j.ympev.2006.09.018
  55. Lavoué S., Konstantinidis P., Chen W.-J. 2014 Progress in Clupeiform systematics // Biology and ecology of sardines and anchovies. Boca Raton: CRC Press. P. 3–42. https://doi.org/10.1201/b16682-6
  56. Leigh J.W., Bryant D. 2015. Popart: full‐feature software for haplotype network construction // Methods. Ecol. Evol. V. 6. № 9. 1110–1116. https://doi.org/10.1111/2041-210X.12410
  57. Li C., Ortí G. 2007. Molecular phylogeny of Clupeiformes (Actinopterygii) inferred from nuclear and mitochondrial DNA sequences // Mol. Phylogen. Evol. V. 44. № 1. P. 386–398. https://doi.org/10.1016/j.ympev.2006.10.030
  58. Maroso F., Hillen J.E.J., Pardo B.G. et al. 2018. Performance and precision of double digestion RAD (ddRAD) genotyping in large multiplexed datasets of marine fish species // Mar. Genom. V. 39. P. 64–72. https://doi.org/10.1016/j.margen.2018.02.002
  59. McBride M.C., Willis T.V., Bradford R.G., Bentzen P. 2014. Genetic diversity and structure of two hybridizing anadromous fishes (Alosa pseudoharengus, Alosa aestivalis) across the northern portion of their ranges // Conserv. Genet. V. 15. № 6. P. 1281–1298. https://doi.org/10.1007/s10592-014-0617-9
  60. Mezhzherin S.V., Fedorenko L.V., Verlatyi D.B. 2009. Differentiation and allozyme variability of shads genus Alosa (Clupeiformes, Alosiinae) from Azov-Black Sea basin // Cytol. Genet. V. 43. № 2. P. 118–122. https://doi.org/10.3103/S0095452709020078
  61. Mickle P.F., Franks J.S., Kreiser B.R. et al. 2015. First molecular verification of a marine-collected specimen of Alosa alabamae (Teleostei: Clupeidae) // Southeast. Nat. V. 14. № 3. P. 596–601. https://doi.org/10.1656/058.014.0315
  62. Milana V., Sola L., Congiu L., Rossi A.R. 2008. Mitochondrial DNA in Atherina (Teleostei, Atheriniformes): differential distribution of an intergenic spacer in lagoon and marine forms of Atherina boyeri // J. Fish Biol. V. 73. № 5. P. 1216–1227. https://doi.org/10.1111/j.1095-8649.2008.01994.x
  63. Milana V., Franchini P., Sola L. et al. 2012. Genetic structure in lagoons: the effects of habitat discontinuity and low dispersal ability on populations of Atherina boyeri // Mar. Biol. V. 159. № 2. P. 399–411. https://doi.org/10.1007/s00227-011-1817-1
  64. Nedoluzhko A., Orlova S.Yu., Kurnosov D.S. et al. 2022. Genomic signatures of freshwater adaptation in Pacific herring (Clupea pallasii) // Genes. V. 13. № 10. Article 1856. https://doi.org/10.3390/genes13101856
  65. Nelson J.S., Grande T., Wilson M.V.H. 2016. Fishes of the World. Hoboken: John Wiley and Sons, 752 p. https://doi.org/10.1002/9781119174844
  66. Norouzi M., Nazemi A., Pourkazemi M. 2012. Population genetic study on common kilka (Clupeonella cultriventris Nordmann, 1840) in the Southwest Caspian Sea (Gilan Province, Iran) using microsatellite markers // Afr. J. Biotechnol. V. 11. № 98. P. 16405–16411.
  67. Ogburn M.B., Plough L.V., Bangley C.W. et al. 2023. Environmental DNA reveals anadromous river herring habitat use and recolonization after restoration of aquatic connectivity // Environ. DNA. V. 5. № 1. P. 25–37. https://doi.org/10.1002/edn3.348
  68. Orlova S.Y., Rastorguev S., Bagno T. et al. 2021. Genetic structure of marine and lake forms of Pacific herring Clupea pallasii // PeerJ. V. 9. Article e12444. https://doi.org/10.7717/peerj.12444
  69. Pante E., Schoelinck C., Puillandre N. 2015. From integrative taxonomy to species description: one step beyond // Syst. Biol. V. 64. № 1. P. 152–160. https://doi.org/10.1093/sysbio/syu083
  70. Plough L.V., Ogburn M.B., Fitzgerald C.L. et al. 2018. Environmental DNA analysis of river herring in Chesapeake Bay: a powerful tool for monitoring threatened keystone species // PLoS One. V. 13. № 11. Article e0205578. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0205578
  71. Sabatino S.J., Faria R., Alexandrino P.B. 2022. Genetic structure, diversity, and connectivity in anadromous and freshwater Alosa alosa and A. fallax // Mar. Biol. V. 169. № 1. Article 2. https://doi.org/10.1007/s00227-021-03970-4
  72. Saitou N., Nei M. 1987. The neighbor-joining method: a new method for reconstructing phylogenetic trees // Mol. Biol. Evol. V. 4. № 4. P. 406–425. https://doi.org/10.1093/oxfordjournals.molbev.a040454
  73. Schlick-Steiner B.C., Steiner F.M., Seifert B. et al. 2010. Integrative taxonomy: a multisource approach to exploring biodiversity // Annu. Rev. Entomol. V. 55. № 1. P. 421–438. https://doi.org/10.1146/annurev-ento-112408-085432
  74. Silva W.A., Costa M.C.R., Valente V. et al. 2001. PCR template preparation for capillary DNA sequencing // BioTechniques. V. 30. № 3. P. 537–542. https://doi.org/10.2144/01303st05
  75. Sotelo G., Andree K.B., López M.A. et al. 2014. The puzzling demographic history and genetic differentiation of the twaite shad (Alosa fallax) in the Ebro River // Conserv. Genet. V. 15. № 5. P. 1037–1052. https://doi.org/10.1007/s10592-014-0597-9
  76. Taillebois L., Sabatino S., Manicki A. et al. 2020. Variable outcomes of hybridization between declining Alosa alosa and Alosa fallax // Evol. Appl. V. 13. № 4. P. 636–651. https://doi.org/10.1111/eva.12889
  77. Taverne L. 2004. Les poissons crétacés de Nardò. 18. Pugliaclupea nolardi gen. et sp. nov. (Teleostei, Clupeiformes, Clupeidae) // Boll. Mus. Civ. Stor. Nat. Veronа. V. 28. P. 17–28.
  78. Turan C., Erguden D., Turan F. 2010. Phylogenetic relationship among the Black Sea Alosa species from mtDNA ND5/6 sequences // Rapp. Comm. Int. Mer Médit. V. 39. P. 687.
  79. Turan C., Ergüden D., Gürlek M. et al. 2015. Molecular systematic analysis of shad species (Alosa spp.) from Turkish marine waters using mtDNA genes // Turk. J. Fish. Aquat. Sci. V. 15. № 1. P. 149–155. http://doi.org/10.4194/1303-2712-v15_1_16
  80. Vernygora O.V., Davis C.S., Murray A.M., Sperling F.A.H. 2018. Delimitation of Alosa species (Teleostei: Clupeiformes) from the Sea of Azov: integrating morphological and molecular approaches // J. Fish Biol. V. 93. № 6. P. 1216–1228. https://doi.org/10.1111/jfb.13847
  81. Wang J., Yu Z., Wang X. et al. 2017. The next-generation sequencing reveals the complete mitochondrial genome of Alosa sapidissima (Perciformes: Clupeidae) with phylogenetic consideration // Mitochondrial DNA B: Resour. V. 2. № 1. P. 304–306. https://doi.org/10.1080/23802359.2017.1331322
  82. Whitehead P.J.P. 1985. Clupeoid fishes of the world. An annotated and illustrated catalogue of the herrings, sardines, pilchards, sprats, anchovies and wolf herrings. Pt. 1. Chirocentridae, Clupeidae and Pristigasteridae // FAO Fish. Synop. № 125. V. 7. 303 p.

Supplementary files

Supplementary Files
Action
1. JATS XML
Download
2. Fig. 1. A network of haplotypes based on the polymorphism of the COI gene in the studied samples of Celeriaceae (Clupeoidea): H1–H5 are common haplotypes in species of the genus Alosa; the number of nucleotide substitutions is indicated in the lines connecting the haplotypes (if not specified, this number is 1). Here and in Fig. 2: For the characteristics of the samples, see Table 1.

Download (367KB)
Indexing metadata
3. Fig. 2. Phylogenetic tree of the studied celeriaceae (Clupeoidea) with bootstrap support, built on the basis of nucleotide sequences of the COI gene: the nodes indicate the value of support, %; after the name of the sample, the serial number of the sample is given.

Download (362KB)
Indexing metadata

Copyright (c) 2024 Russian Academy of Sciences

Согласие на обработку персональных данных с помощью сервиса «Яндекс.Метрика»

1. Я (далее – «Пользователь» или «Субъект персональных данных»), осуществляя использование сайта https://journals.rcsi.science/ (далее – «Сайт»), подтверждая свою полную дееспособность даю согласие на обработку персональных данных с использованием средств автоматизации Оператору - федеральному государственному бюджетному учреждению «Российский центр научной информации» (РЦНИ), далее – «Оператор», расположенному по адресу: 119991, г. Москва, Ленинский просп., д.32А, со следующими условиями.

2. Категории обрабатываемых данных: файлы «cookies» (куки-файлы). Файлы «cookie» – это небольшой текстовый файл, который веб-сервер может хранить в браузере Пользователя. Данные файлы веб-сервер загружает на устройство Пользователя при посещении им Сайта. При каждом следующем посещении Пользователем Сайта «cookie» файлы отправляются на Сайт Оператора. Данные файлы позволяют Сайту распознавать устройство Пользователя. Содержимое такого файла может как относиться, так и не относиться к персональным данным, в зависимости от того, содержит ли такой файл персональные данные или содержит обезличенные технические данные.

3. Цель обработки персональных данных: анализ пользовательской активности с помощью сервиса «Яндекс.Метрика».

4. Категории субъектов персональных данных: все Пользователи Сайта, которые дали согласие на обработку файлов «cookie».

5. Способы обработки: сбор, запись, систематизация, накопление, хранение, уточнение (обновление, изменение), извлечение, использование, передача (доступ, предоставление), блокирование, удаление, уничтожение персональных данных.

6. Срок обработки и хранения: до получения от Субъекта персональных данных требования о прекращении обработки/отзыва согласия.

7. Способ отзыва: заявление об отзыве в письменном виде путём его направления на адрес электронной почты Оператора: info@rcsi.science или путем письменного обращения по юридическому адресу: 119991, г. Москва, Ленинский просп., д.32А

8. Субъект персональных данных вправе запретить своему оборудованию прием этих данных или ограничить прием этих данных. При отказе от получения таких данных или при ограничении приема данных некоторые функции Сайта могут работать некорректно. Субъект персональных данных обязуется сам настроить свое оборудование таким способом, чтобы оно обеспечивало адекватный его желаниям режим работы и уровень защиты данных файлов «cookie», Оператор не предоставляет технологических и правовых консультаций на темы подобного характера.

9. Порядок уничтожения персональных данных при достижении цели их обработки или при наступлении иных законных оснований определяется Оператором в соответствии с законодательством Российской Федерации.

10. Я согласен/согласна квалифицировать в качестве своей простой электронной подписи под настоящим Согласием и под Политикой обработки персональных данных выполнение мною следующего действия на сайте: https://journals.rcsi.science/ нажатие мною на интерфейсе с текстом: «Сайт использует сервис «Яндекс.Метрика» (который использует файлы «cookie») на элемент с текстом «Принять и продолжить».