Управление микробным блоком биогеохимического круговорота хлорорганических пестицидов в агроэкосистемах. Сообщение 2. Биоремедиация экосистем, загрязненных ХОП

Полный текст

ВВЕДЕНИЕ

Под действием биологических, физических, физико-химических и химических экофакторов и процессов пестициды, как и любые другие ксенобиотические или природные соединения, подвергаются в полевых условиях фото- и термическому превращению, гидролизу, иммобилизации почвенными компонентами и биотой, биотрансформации и биодеградации, миграции и выщелачиванию, улетучиванию и испарению. Остатки пестицидов отчуждаются из ландшафта с продукцией растениеводства. Все эти процессы обусловливают исчезновение пестицида из почвы и других элементов ландшафта, т. е. происходит самоочищение – чрезвычайно важный природный процесс. В почве и воде (поверхностных водоисточников) поведение пестицидов во многом определяется происходящим под действием почвенных микроорганизмов и (или) ферментов процессом, приводящим к образованию более простых по структуре метаболитов. При этом различают основные метаболиты, составляющие в момент определения не менее 5–10% от остатков пестицида (или >0.01 мг/кг), и минорные.

Естественные процессы, которые расщепляют токсичные химические вещества в окружающей среде и включают их в природные биогеохимические круговороты, могут быть использованы для разработки безопасной и экологически чистой технологии дезактивации хлорорганических пестицидов (ХОП). Биоразложение пестицидов включает в себя их окисление, гидроксилирование, расщепление ароматического кольца, гидролиз, дегалогенирование, деалкилирование или образование конъюгатов. Эти процессы уже хорошо изучены в последнее время.

Биоремедиация – это инновационная технология, которую часто используют для очистки загрязненных территорий. Эта технология экономически эффективна и становится все более привлекательной. Загрязнение почв и донных отложений, а также грунтовых и поверхностных вод можно устранить с помощью биоремедиации. Скорость естественной микробной деградации загрязняющих веществ можно увеличить, применяя различные технологические приемы биоремедиации. Этот подход включает внесение питательных веществ, источников углерода или доноров электронов. Этот процесс может быть осуществлен с использованием нативных микроорганизмов или путем добавления обогащенной культуры микроорганизмов. Результатом биоремедиации является включение ксенобиотиков в биогеохимические циклы и их полная минерализация до H₂O и CO₂ без образование промежуточных продуктов. Эффективность биоремедиации может быть достигнута только там, где экологические условия способствуют развитию микробов. Применение технологий биоремедиации часто включает в себя управление условиями окружающей среды, способствующими росту микробов. Процессы биоремедиации можно разделить на 2 категории: ex situ и in situ. Технологии биоремедиации ex situ включают использование биореакторов, биофильтров и различных методов компостирования, тогда как in situ включает биостимуляцию, биовентиляцию, биобарботирование, системы орошения и выращивание различных растений. Низкая стоимость и эффективность являются наиболее привлекательными сторонами этой технологии [1–3].

Цель работы – анализ приемов биоремедиации агроэкосистем, загрязненных хлорорганическими препаратами, путем управления микробным блоком биогеохимических круговоротов.

УПРАВЛЕНИЕ МИКРОБНЫМ БЛОКОМ БИОГЕОХИМИЧЕСКОГО КРУГОВОРОТА ХОП

В полевых условиях невозможно запрограммировать варьирование параметров какого-либо экофактора на фоне неизменного состояния всех остальных. Многофакторный полевой эксперимент ограничен как временными, так и погодными и другими локальными условиями. Поэтому действие экофакторов на трансформацию и разложение пестицидов выявляется с помощью разнообразных экспериментальных моделей и стандартизации почвенных условий [1, 4–7]. Необходимость интенсивного использования приемов экспериментального моделирования поведения пестицидов обусловлена ужесточением требований природоохранных организаций к обоснованию эффективного и безопасного применения этих агрохимикатов, резким удорожанием стоимости регистрации и разработки промышленной технологии каждого нового пестицида. Например, в 1950 гг. данные затраты в мире составляли 1.2 млн долл., в 1960 гг. – 5.5 млн, а в 1970 гг. – уже более 10 млн долл. [8]. В настоящее время эти величины существенно больше. Например, общие номинальные затраты на открытие и разработку нового активного ингредиента, предназначенного для использования при защите растений, почти удвоились между 1995 и 2015 г. – от 152 до 286 млн долл. [9]. Такой рост во многом обусловлен экологическими требованиями как к применению этих ксенобиотиков, так и к их дальнейшей судьбе в окружающей среде. Эта судьба, как показано нами ранее, определяется главным образом способностью почвенной микрофлоры осуществлять биоразложение этих препаратов и их включение в биогеохимические циклы.

Показано, что вклад сапрофитной почвенной микрофлоры в разложение пестицидов и многих других ксенобиотиков, во включение их в природные циклы является определяющим элементом [10–12], в то время как в самоочищении водоисточников (в особенности в начальный период) основная роль принадлежит, по-видимому, абиотическим процессам [13–15].

Исследование микробного метаболизма почвенных пестицидов помогает во многом понять механизм их токсического действия, поведение основных и минорных метаболитов пестицидов, разработать оптимальные приемы уничтожения отходов их производства, оценить роль индукторов биоразложения в самоочищении ландшафта от остатков токсикантов и возможность использования ингибиторов биоразложения пестицидов с целью уменьшения их непроизводительных потерь при систематическом внесении в почву близких по строению препаратов.

Хотя лабораторный эксперимент и позволяет определить параметры деградации пестицидов в определенных “идеальных” и сравнимых условиях, но лишь в полевом эксперименте (результаты которого зависят от конкретных условий окружающей среды) суммируются все сведения о состоянии токсического вещества в почве [16]. Следовательно, сопоставление результатов полевых и лабораторных экспериментов дает наиболее полное представление о поведении пестицида в почве. Это имеет важное значение как для эффективного и безопасного применения пестицидов, так и для прогнозирования скорости самоочищения элементов ландшафта от их остатков, т. е. для биоремедиации различных экосистем.

Для получения правильного представления о динамике биоразложения и биотрансформации пестицида в почве необходимо располагать данными о формах и степени связи препарата с почвенными компонентами. Хотя модельные эксперименты с такими сорбентами, как вторичные минералы, оксиды металлов, гумусовые кислоты, угли, целлюлоза, силикагели, ионообменные смолы, наконец, модифицированная почва (обработанная перекисью водорода или сильными электролитами), позволяют получать полезную информацию о специфике сорбции пестицида, а использование природных почвенных образцов в экспериментах по оценке сорбционно-десорбционного взаимодействия пестицида и почвы следует считать обязательным. Это связано прежде всего с тем, что почва – не механическая смесь составляющих ее ингредиентов, а уникальное биокосное природное тело, которое вследствие своей буферности (обязанной тонкодисперсной фракции органо-минеральных коллоидов) способно образовывать различные связи с органическими и минеральными соединениями. Только почва благодаря наличию в ней разнообразной биоты и иммобилизованных ферментов способна трансформировать и разлагать практически любые природные и ксенобиотические вещества. Следует отметить способность почвы поддерживать гомеостаз микробиоты, наличие в ней огромного пула самых разнообразных по функциям и систематическому положению микроорганизмов и дублирование каждого процесса превращения веществ в почве множеством разных микробов.

Имеется еще один аспект необходимости и приоритетности экспериментов для изучения динамики содержания пестицидов в стандартных почвенных условиях. Например, по концепции, разработанной еще в конце ХХ века [17], при одномоментном ингибировании пестицидом одного из показателей функционирования почвенного микробоценоза (например, численности микроорганизмов) на 80–90% он не выходит за рамки его естественной флуктуации при условии, что продолжительность действия токсиканта не превышает 30 сут. Если этот период продлится до 60 сут, то действие токсиканта оценивается как допустимое, свыше 90 сут – как критическое. Период действия пестицида до 30 сут вполне соизмерим с флуктуациями различных показателей почвенного микробоценоза вследствие понижения температуры, недостатка в почве влаги, питательных веществ или кислорода. Поэтому в первую очередь важно изучить динамику содержания в почве и почвенной суспензии стойких и среднестойких пестицидов, учитывая при этом степень сорбции их почвой или донным осадком. Таким образам, наблюдения за индикаторными микроорганизмами (процессами) следует проводить как минимум трижды: вскоре после применения пестицида, затем спустя один и два месяца.

Итак, основными задачами стандартизированного экотоксикологического эксперимента при оценке вклада биодеструкции в самоочищение почвы от пестицида и ее биоремедиацию являются определение степени и форм связи препарата с почвой и выяснение роли биологических и абиотических факторов в процессе самоочищения почвы. С этой целью экотоксикологические исследования пестицида целесообразно начинать с изучения сорбции его почвой. Для вычленения из процесса самоочищения вклада биотрансформации и биодеструкции почвенные образцы и (или) суспензии подвергают стерилизации [18].

Главнейшей особенностью почвенных микроорганизмов является их способность доводить разложение природных органических соединений до полной минерализации. В природе не существует органического соединения, идет ли речь о мономерах или полимерах, которые не включались бы в природные биогеохимические циклы и не разлагались бы гетеротрофными (хемоорганотрофными) микроорганизмами до углекислоты и воды [19]. Однако в последние десятилетия в окружающую среду непрерывно поступают синтетические органические соединения, включая пестициды, с которыми микроорганизмы никогда ранее не сталкивались. Поэтому негативные последствия применения современных пестицидов определяются тем, в какой мере и как долго они сами или их основные метаболиты сохраняются в элементах ландшафта. Для того чтобы хотя бы приближенно судить об этом, а также располагать сведениями об основных метаболитах вновь синтезированного пестицида в почвенной и водной средах, необходимо владеть лабораторными (по возможности унифицированными и экспрессными) методами испытаний ксенобиотиков. Попытки создания таких методик неоднократно предпринимали многие исследователи, их критический анализ и обобщение накопленных экспериментальных данных экотоксикологической оценки пестицидов и других ксенобиотиков выполнен Р.В. Галиулиным с соавторами, в частности в работах [1, 20]. Также выполнена оценка экологического риска [21–23].

Следует подчеркнуть необходимость проведения опытов по биоразложению пестицидов именно в условиях естественных сред обитания микроорганизмов-деструкторов, что продиктовано следующими обстоятельствами:

• в подобных стандартизированных условиях возможно проведение как однофакторных, так и многофакторных экспериментов;
• экспериментируя с нативными образцами почв и вод, удается оценить действие смешанной популяции микрофлоры на пестицид, изучить кооперативное воздействие различных форм микроорганизмов на ксенобиотик, с тем чтобы в последующем методом накопительной культуры выделить наиболее активные формы микроорганизмов-деструкторов с целью создания для них по возможности оптимальных экологических условий или, напротив, подбора для них эффективных ингибиторов, при этом способность к биодеградации пестицидов у микробных сообществ, обитающих в почве и воде (поверхностных водоисточников), может быть выше, чем у чистых культур;
• при использовании чистых культур исключается такой важный фактор, как обмен генетическим материалом между разными формами микроорганизмов, например [24, 25], а также комменсализм. Благодаря последнему одни микроорганизмы осуществляют первичную трансформацию ксенобиотика, другие ее продолжают, а третьи завершают деструкцию;
• только в условиях контролируемых вегетационных опытов оказывается возможным установить роль в самоочищении почвы ризосферных микроорганизмов – особой компоненты ее микробной популяции, метаболизирующей корневые выделения растений. Если в расчете на 1 г почвы корнеобитаемого слоя численность микроорганизмов составляет n × 10⁷ – n × 10⁸, то в ризосфере растений – n × 10¹⁰. Микрофлора ризосферы и ризопланы как деструктор пестицидов начала привлекать внимание исследователей в конце ХХ века. Например, в ризосфере сахарного тростника (ЮАР) численность микроорганизмов-деструкторов 2,4-Д в 34–200 paз больше в сравнении с усредненным почвенным образцом [26];
• эксперименты с нативной почвой и водой позволяют не только вычленить биологическую составляющую самоочищения, но и оценить этот процесс в условиях сорбции (твердой фазой почвы, донными осадками) значительной части пестицида и его метаболитов, причем степень поглощения последних может быть существенно больше, чем исходного препарата;
• для всех отмеченных выше процессов, как правило, необходимы аэробные условия, однако биохимическое дегалогенирование может происходить и в анаэробных условиях. В последнем случае у арил- и алкен-галоидзамещенных соединений галоген замещается водородом. Поскольку существуют природные галоидорганические соединения, становится понятным, почему почвенные микроорганизмы имели достаточно времени для генетической адаптации к этим субстратам, их трансформации и деструкции.

Ферменты микроорганизмов, катализирующие биоразложение пестицидов, не должны обладать высокой специфичностью. В то же время субстрат не должен оказывать блокирующее действие на активную группу фермента. Ксенобиотик, как правило, способен индуцировать синтез фермента биодеградабельности, что определяется его сходством с естественным субстратом. Только этим можно объяснить, почему скорость биодеградации уменьшается, например, с увеличением числа атомов галоида в молекуле пестицида. Если ксенобиотик не способен к индукции фермента, то его деструкция будет происходить лишь при наличии в среде естественного индуктора.

Часто в почвенном микробоценозе индуцируется синтез ферментов, разлагающих как субстрат, так и образующийся при этом метаболит. Полная минерализация ксенобиотика осуществляется лишь в том случае, когда он атакуется биотой микробного сообщества, а не одного какого-то вида. Это объясняется тем, что ни один из видов микроорганизмов не содержит полного набора ферментов биодеградации. При таком кооперативном взаимодействии возможны следующие процессы:

• при утилизации ксенобиотика образуются метаболиты, являющиеся источниками питания для различных видов, населяющих сообщество;
• в процессе взаимодействия токсические метаболиты не накапливаются, а утилизируются другими видами;
• при взаимодействии сообщества с ксенобиотиком к нему быстрее адаптируются разные виды микроорганизмов;
• сообщество микробных видов воздействует на разные функциональные группы (радикалы) ксенобиотика, это свойство не может проявляться у одного единственного вида микроорганизма;
• биодеструкция ксенобиотика в микробном сообществе часто осуществляется в процессе ко-метаболизма;
• в сообществе интенсивнее осуществляются разнообразные биохимические процессы;
• утилизация ксенобиотика может оптимизироваться благодаря наличию в среде по крайней мере нескольких промежуточных метаболитов, продуцируемых различными членами микробного сообщества;
• при участии различных микроорганизмов происходит включение разнообразных составляющих ксенобиотиков в природные биогео- химические циклы.

Были изучены различные бактериальные ассоциации штаммов, способных к деструкции ДДТ (табл. 1).

 

Таблица 1. Идентификация штаммов-деструкторов ДДТ

Сообщество	Штамм	Типовой штамм	Сходство, %
НК3-2	WD4p	Cupriavidus basilensis CCUG 49340(T)	99.90
	WD5p	Bosea thiooxidans DSM 9653T	99.68
	WD24	Kocuria rosea DSM 20447(T)	99.37
	WD25	Kocuria rhizophila DSM 11926T	99.87
НК3-3	WD100	Sphingobium yanoikuyae ATCC51230(T)	10000
	WD101	Chryseobacterium profundimaris DY46T	1000
	WD13p	Mesorhizobium qingshengii CCBAU33460T	96.69
	WD16p	Terrabacter carboxydivorans PY2T	10000
НК3-31	WD10.1	Cupriavidus basilensis CCUG 49340T	99.88

 

На основании результатов, полученных при анализе культуральной среды методом ВЭЖХ, установлено, что в течение первого месяца культивирования наиболее эффективно ДДТ разлагала бактериальная ассоциация НК3-3, однако через 10 мес. максимальная убыль субстрата отмечена при культивировании ассоциации НК3-31 (табл. 2). Известны бактериальные сообщества, а также индивидуальные штаммы, осуществляющие разложение 80–96% ДДТ при исходной концентрации 50–100 мг/л за аналогичный отрезок времени.

 

Таблица 2. Разложение ДДТ аэробными бактериальными сообществами, %

Время, сут	Бактериальное сообщество				Минеральный контроль
	НК3-1	НК3-2	НК3-3	НК3-31
30	52.2	57.7	96.3	32.7	0.2
300	89.3	97.8	96.4	100	2.1

 

Описаны бактериальные штаммы, способные за 30 сут осуществлять разложение 40–64% ДДТ при исходной концентрации 200 мг/л. Таким образом, сообщества аэробных бактерий, полученные в результате селекции, не уступают по своей деградативной активности известным индивидуальным штаммам-деструкторам ДДТ, а также бактериальным сообществам, трансформирующим ДДТ [27].

В целом способность микробного сообщества к биодеградации ксенобиотика всегда больше (и в качественном, и в количественном отношении) в сравнении с чистой культурой. Оно всегда лучше функционирует в условиях проточной культуры (непрерывного культивирования) по сравнению с периодическим режимом. При этом скорость роста микроорганизмов-деструкторов должна быть умеренной, а содержание органического углерода в среде – невысоким. Именно в этом случае создаются оптимальные условия для отбора мутантов, способных деструктировать ксенобиотик. Активные формы образуются как за счет мутаций, так и благодаря привнесению извне. Напротив, бактериальная клетка в условиях изоляции имеет очень ограниченные возможности к адаптации, в чистой культуре возможны лишь случайные мутации – явление, крайне редкое в природе.

Возможность полной утилизации ксенобиотика в условиях микробного сообщества повышается и благодаря гораздо большему генетическому пулу различных ферментов. При этом успешнее осуществляется и передача (обмен) от клетки к клетке разнообразного генетического материала. Наиболее важным механизмом генного переноса является конъюгация, в процессе которой конъюгативные плазмиды переносятся от одной бактерии к другой. Такие плазмиды способны преодолевать генетические барьеры 2-х разных видов и тем самым обеспечивать себе более широкий круг хозяев. Плазмида, кодирующая ДНК, должна встроиться в хромосому реципиента, после чего появляется возможность репликации или передачи наследственной информации для синтеза фермента биодеградации.

В настоящее время генная инженерия добивается успехов: свойство устойчивости микробной клетки к гербицидам сейчас оказывается возможным передавать высшим растениям и тем самым конструировать такие сорта ценнейших культур, которые оказываются устойчивыми к действию различных ксенобиотиков. Ранее это уже было выполнено для устойчивости пшеницы к неселективному гербициду глифосату [28]. Нет сомнения в том, что в недалеком будущем мы научимся конструировать in situ и ассоциации микроорганизмов-деструкторов, способные очищать почвы и другие элементы ландшафта от остатков самых стойких органических пестицидов. В условиях закрытых экосистем успешность подобного подхода неоднократно демонстрировали. При этом, очевидно, речь должна идти не о замене естественных почвенных микробных ценозов искусственными, а о внедрении в геном обычных микробных клеток носителей наследственной информации (плазмид, транспозонов и др.), кодирующей свойство продуцировать ферменты биодеградации в ответ на содержание в окружающей среде разно- образных органических поллютантов.

Биогеохимические технологии биоремедиации экосистем, загрязненных ХОП. ДДТ (1,1,1-трихлор-2,2-бис(п-хлорфенил)этан) – один из лучших синтетических пестицидов. Впервые синтезирован в 1874 г., хотя его пестицидные свойства не были обнаружены до 1939 г. Его использовали для борьбы с комарами, распространением малярии, тифа и других болезней, передающихся насекомыми, среди как военных, так и гражданского населения во время 2-й мировой войны. После войны был изготовлен ДДТ, доступный для использования в качестве сельскохозяйственного инсектицида. Этот ХОП – высокогидрофобное, бесцветное, кристаллическое твердое вещество со слабым, специфическим химическим запахом. Он практически нерастворим в воде, но хорошо растворяется в большинстве органических растворителей, жиров и масел. ДДТ не встречается в природе, но его получают реакцией хлорилирования (CCl₃CHO) с хлорбензолом (C₆H₅Cl) в присутствии серной кислоты, которая действует как катализатор.

Коммерческий ДДТ представляет собой смесь нескольких родственных соединений. В нем есть значительное количество (15%) дихлордифенилдихлор- этилена (ДДЕ) и дихлордифенилдихлорэтана (ДДД).

Поскольку остатки ДДТ являются липофильными, они имеют тенденцию накапливаться в жировых тканях поглощающего организма по пищевой цепи. Было показано, что почти все продукты питания, включая обработанные пищевые продукты, содержат высокий уровень остатков ДДТ. Высокий уровень ДДТ и его метаболитов были обнаружены в жировой ткани человека, плазме крови, печени, мозге, плаценте и даже в грудном молоке. Это потенциальный эндокринный разрушитель как у птиц, так и у млекопитающих [29].

Следовательно, необходимо по возможности исключить попадание ХОП в биогеохимические пищевые цепи. Это должно быть осуществлено в начальных звеньях биогеохимического круговорота в процессе биодеградации ксенобиотиков.

Как уже показано выше, ряд микроорганизмов способен разлагать ДДТ. К ним относятся, в частности, бактерии Escherichia coli, Enterobacter cloacae, Klebsiella pneumonia, Pseudomonas aeruginosa, Pseudomonas putida, Bacillus species, Hydrogenomonas, а также грибы Saccharomyces cervisiae, Phanerochaete chrysosporium, Trichoderma viridae.

Хотя ДДТ метаболизируется путем совместного метаболизма, известно большое количество факультативных и облигатных микроорганизмов, работающих в подходящих условиях. Не известен ни один микроорганизм, который использует ДДТ в качестве единственного источник углерода и энергии [30].

Учитывая потенциальное негативное воздействие загрязнения ДДТ, необходимо определить эффективные методы восстановления экосистем. Для разложения или преобразования ДДТ в менее токсичные соединения использовали несколько методов. Было показано, что бактерии и грибы белой гнили (BRF) усиливают процесс разложения в почве, причем как чистые, так и смешанные культуры. Недавно в качестве экологически безопасной обработки был применен биологический подход с использованием новых биологических источников для разложения ДДТ, например грибов бурой гнили, компоста из навоза крупного рогатого скота (CMC) и отработанных грибных отходов (SMW). Показана способность этих BRF, CMC и SMW разлагать ДДТ, включая механизмы и пути разложения в загрязненной почве [31].

Биодеградация ДДТ в почве была оценена для различных исследованных сочетаний грибов белой гнили и лакказы. При этом символ ДДТ используется для суммы п,п'-ДДЕ, о,п'-ДДТ, п,п'-ДДД и п,п'-ДДТ в почве. Результаты показали, что остатки ДДТ в поч-вах с разным уровнем pH снизились на 79, 76, 73, 70 и 67% через 28 сут инкубации с грибами белой гнили и лакказой соответственно. Остаточные количества ДДТ в порядке убывания рН почв были следующим: pH 4.5 > pH 3.5 > pH 5.5 > pH 2.5 > pH 6.5. Содержание ДДТ в почвах, инкубированных с грибами белой гнили и лакказой, снижалось с увеличением уровня загрязнения ДДТ, остатки ДДТ уменьшались на 47, 56 и 70% после 28 сут инкубации с грибами белой гнили и лакказой соответственно.

Показано, что грибы белой гнили и экстракт лакказы могут быстро и эффективно разлагать ДДТ в почве [32]. Гриб бурой гнили (Gloeophyllum trabeum), как известно, имеет возможность разлагать ДДТ, но этот процесс может проходить достаточно медленно и потребовать долгосрочной ремедиации. В ходе исследования было установлено влияние добавления таких бактерий, как Bacillus subtilis, Pseudomonas aeruginosa и Ralstonia Pickettii, на биоразложение ДДТ G. trabeum. Показано, что при добавлении бактерий B. subtilis, P. aeruginosa и R. pickettii в культуру G. trabeum биоразложение ДДТ увеличилось примерно до 62.0, 74.7 и 75.7% соответственно, при этом G. trabeum смог разложить ДДТ только на 54.5% за 7 сут инкубации. R. pickettii усилил процесс разложения, при этом добавление 10 мл раствора, содержащего эти бактерии, показало самый высокий результат – 92.4% в течение 7 сут инкубации. ДДД был обнаружен как метаболит в результате реакции дехлорирования. Это исследование показало, что смешанные культуры G. trabeum и R. pickettii можно использовать для разложения ДДТ [33].

Для почв, загрязненных ДДТ, были исследованы изменения в микробных популяциях, в показателях активности ферментов, в бактериальной активности и структуре микробоценоза при биоремедиации с использованием Stenotrophomonas sp. Strain DXZ9 и выращиванием райграса. Выявлено, что уровень биоразложения составил 81% для ДДТ и 55% для ДДЕ (69% для суммы ДДТ и метаболитов) в системе райграс–микробиом. Активность микробов была заметно выше, а количество бактерий резко увеличилось с 7.32 × 10⁶ до 2.56 × 10⁸ клеток/г в течение 10 сут благодаря успешной колонизации штаммов и воздействию ризосферы райграса. Также была отмечена достоверная разница в численности грибов при выращивании райграса при сравнении данных на 30-е и 90-е сут с данными на 210-е сут. Численность актиномицетов в почве при выращивании райграса была больше, чем без райграса, и это указывало на то, что в почве под посевом райграса значительно увеличивалось количество микроорганизмов. Активность полифенолоксидазы, дегидрогеназы и каталазы значительно возрастала под действием сочетания вариантов с выращиванием райграса и внесения микробов, а изменения активности уреазы были выражены меньше. Таким образом, предлагаемая технология совместного использования определенных штаммов микроорганизмов и определенных растений при биоремедиации почв, загрязненных ДДТ и его метаболитами, может быть перспективной [34].

Один штамм эктомикоризных грибов, Xerocomus chrysenteron, был исследован на предмет его способности разлагать ДДТ путем измерения меченого¹³C ДДТ и идентификации его метаболитов и определения минерализации [¹³C]ДДТ в чистых культурах. После 45-суточной инкубации ≈55% добавленного ДДТ исчезло из системы культивирования, <5% осталось в питательном растворе, а ≈44% удерживалось в мицелии. Инокуляция мицелием усиливала разложение ДДТ в почве и снижала его поступление в растения. Метаболиты идентифицированы методом газовой хромато-масс-спектрометрии: определяли 1,1-дихлор-2,2-бис(4-хлорфенил)этан (ДДД), 1,1-дихлор-2,2-бис(4-хлорфенил)этилен (ДДЕ) и 4,4-дихлорбензофенон (ДБФ). Были выявлены существенные различия в d¹³C высвободившегося CO₂ между культурами [¹³C]ДДТ и ДДТ, что указывало на способность X. chrysenteron минерализовать ДДТ до CO₂ [35].

ДДТ и его основные метаболиты (ДДЕ и ДДД) широко распространены в окружающей среде, но еще недостаточно информации об их воздействии на нецелевую микрофлору (особенно микроводоросли и цианобактерии) и ее активность в долговременно загрязненных почвах. По этой причине почва, длительное время загрязненная ДДТ, была проверена на наличие остатков ДДТ и токсичность для микроорганизмов (бактерий, грибов, водорослей), микробной биомассы и дегидрогеназной активности. Кроме того, было выделено 5 чистых культур из разных мест (2 одноклеточные зеленые водоросли и 3 динитрогенсвязывающие цианобактерии), и они были проверены на их способность метаболизировать ДДТ. Количество жизнеспособных бактерий и водорослей снижалось по мере увеличения загрязнения ДДТ, в то время как количество грибов, микробная биомасса и активность дегидрогеназы повышались в среднезагрязненной почве (27 мг остатков ДДТ/ кг почвы). Все тестируемые параметры существенно ингибировались в сильно загрязненной почве (34 мг остатков ДДТ/кг почвы). Видовой состав водорослей и цианобактерий изменился в загрязненных почвах, а чувствительные виды пропали в средне- и сильнозагрязненных почвах. Это позволило предположить, что эти организмы могут быть полезны в качестве биоиндикаторов загрязнения.

Микробная биомасса и активность дегидрогеназы могут оказаться не очень полезными в качестве биоиндикаторов загрязнения, поскольку на эти параметры потенциально могло повлиять увеличение количества грибков, вероятно устойчивых к ДДТ. Все протестированные виды водорослей метаболизировали ДДТ до ДДЕ и ДДД, однако трансформация до ДДД была более значительной в случае наличия азотфиксирующих цианобактерий [36].

Известно, что дождевые черви могут усилить разложение ДДТ в почвах, основные механизмы и микроорганизмы, участвующие в этих процессах трансформации, еще окончательно не ясны. Была изучена трансформация ДДТ в стерилизованных/нестерилизованных дрилосферах и недрилосферных матрицах и были идентифицированы деструкторы ДДТ с помощью метода ДНК-стабильного изотопного зондирования. Результаты показали, что разложение ДДТ в нестерилизованных дрилосферах происходило быстрее, чем в стериализованных. Дождевые черви увеличивали убыль ДДТ главным образом за счет улучшения свойств почвы, тем самым стимулируя воздействие природных микроорганизмов. Абиотической деградации или накопления ДДТ в тканях червей не наблюдали. Десять новых родов, включая Streptomyces, Streptacidiphilus, Dermacoccus, Brevibacterium, Bacillus, Virgibacillus были идентифицированы как бактерии, способные к расщеплению кольца ДДТ в 5-ти протестированных матрицах. Bacillus и Dermacoccus также могли играть жизненно важную роль в дехлорировании ДДТ, поскольку наблюдали их заметный рост во время инкубации. Результаты этого исследования дают убедительные доказательства в пользу применения дождевых червей для восстановления почв, загрязненных ДДТ, и подчеркивают важность использования комбинаций различных биологических методов [37].

Между остаточными концентрациями ДДТ и его метаболитами в почвах существует тесная прямая зависимость, свидетельствующая о равновесных процессах трансформации пестицида в природных условиях. Значимые корреляционные связи ДДТ и его производных с физико-химическими свойствами почв – рН, ЕКО, содержанием гумуса, физической глины (r = 0.56–0.94 при уровне значимости 95%) усиливаются в ряду ДДТ → ДДД → ДДЭ, т. е. в направлении образования более стабильных метаболитов. Уровни присутствия и соотношение метаболитов ДДТ и изомеров ГХЦГ в растениях в целом наследуют эти показатели в исходных почвах. На глубине ДДТ и ГХЦГ разлагаются менее интенсивно, чем в приповерхностных условиях, эта же закономерность характерна для более высоких остаточных концентраций этих пестицидов в почве. Уровень трансформации ДДТ и ГХЦГ в целом зависит от срока их нахождения в почвах: например, в условиях горного Алтая полураспад исходных концентраций ДДТ происходит в среднем за 50–70 лет, а полный его распад – за 300–500 лет [38].

Удаление ДДТ и его метаболитов ДДД и ДДЕ (суммарно обозначаются как DDx) из загрязненных почв имеет несомненный экологический приоритет, поскольку почва служит депо при применении этих поллютантов. ХОП также могут медленно рассеиваться в почве вследствие абиотических процессов. В обогащенных железом почвах двухвалентное железо (Fe(II)) играет важную роль в восстановительном процессе при трансформации хлорированных соединений. С участием почвенных микроорганизмов хлорсодержащие соединения могут подвергаться более быстрой трансформации вследствие восстановительной способности как микроорганизмов, так и биогенного Fe(II), образуемого этими микроорганизмами. Например, железоредуцирующие бактерии в почвах могут восстанавливать минералы железа в биогенный Fe(II) и тем самым повышать скорость дехлорирования DDx в бескислородных условиях [39–41].

Почвенные микроорганизмы, такие как бактерии и грибы, могут разлагать DDx непосредственно как в чистых питательных средах, так и в природных почвах. Например, было показано, что штаммы Alcaligenes eutropus A5, Serratia marcescens DT-1P, Pseudomonas fluorescens и грибы могут активно разлагать ДДТ с образованием ДДД как продукта трансформации [42–45]. Был выделен штамм Pseudomonas sp. из почвы, загрязненной DDx, и этот штамм оказывал эффективное деградационное воздействие на ДДТ с продуцированием 4-хлорбензойной кислоты как одного из метаболитов [46]. Следовательно, микроорганизмы с потенциалом для разложения этих соединений могут присутствовать в почве [47]. Таким образом, биоремедиация, основанная на применении бактерий, образующих биогенный Fe(II), может быть оптимальной биогеохимической технологией для удаления хлорированных загрязнителей из загрязненных почв.

Следовательно, необходимо рассмотрение биогеохимических процессов, лежащих в основе таких технологий. Известно, что биогеохимические циклы макроэлементов и микроэлементов оказывают важное влияние на формирование различных соединений, включающих Fe(II) [48, 49]. Гуминовые вещества (ГВ) относятся к числу основных органических компонентов бескислородной почвы, они обладают окислительно-восстановительной активностью и используются микроорганизмами в качестве питательных веществ. Кроме того, ГВ, как сообщается, ускоряют микробное восстановление Fe(III), действуя как переносчики электронов между клеткой и Fe(III) различных минералов [50], что приводит к увеличению образования биогенного Fe(II). Например, динатриевая соль антрахинон-2,6-дисульфокислоты (AQDS), аналог соединений ГВ, может переносить электроны к минералам, содержащим железо, при разложении хлорированных соединений в качестве терминальных акцепторов электронов [51, 52]. Однако роль таких явлений в трансформации ХОП еще мало изучена. Важно понимать значимость микроорганизмов и тех микробных процессов, с которыми связано использование ДДТ в качестве терминального акцептора электронов; это очень актуально при современном загрязнении окружающей среды и продолжающейся роли ХОП в этих процессах. Следовательно, механизм, с помощью которого микробные сообщества изменяются при транспорте электронов в анаэробных условиях в богатых железом почвах должен быть дополнительно исследован. Необходимо изучить формирование структур, адсорбирующих Fe(II) и изменение микробных сообществ при трансформации ДДТ в богатых железом рисовых почвах, а также понимать механизм действия микробов при трансформации ДДТ в почвах. Важно изучить кинетику биодеградации ДДТ микроорганизмами, особенно в рисовых почвах; изучить биогенное образование Fe(II) в процессе трансформации ДДТ; изучить влияние экзогенных источников углерода (глюкозы или лактата) и электрон-медиаторов (AQDS) на микроорганизмы, трансформирующие ДДТ; определить структуру микробного сообщества при трансформации ДДТ в анаэробных условиях в почве [53].

Биоремедиация в системе почва–поверхностные воды. Длительное применение ХОП в прошлом, особенно в сельском хозяйстве, оставило их характерные признаки в виде различных остаточных количеств и соотношений исходных соединений, их метаболитов и изомеров в окружающей среде и, в частности, в системе почва–поверхностные воды. Биогеохимический подход позволяет объективно и корректно идентифицировать по остаточным количествам и соотношениям различных веществ из состава ХОП не только происходящие процессы их аккумуляции, трансформации и миграции, но и выявить экологический риск загрязнения данными ксенобиотиками системы почва–поверхностные воды, а при необходимости предложить различные технологии биоремедиации этой системы.

Сущность концепции эколого-биогеохимичес- кой оценки “отпечатков” ХОП в виде различных остаточных количеств и соотношений исходных соединений, их метаболитов и изомеров состоит в следующем: 1 – в получении по ним объективной информации об экотоксикологической ситуации в системе почва–поверхностные воды природно-экономических регионов, а именно об интенсивности применения в прошлом основных препаратов ХОП, о времени загрязнения почвы их остатками, о процессе трансформации ХОП и длительности сохранения их остатков в почве, о процессе миграции остатков ХОП в системе почва–поверхностные воды; 2 – в выявлении экологического риска загрязнения ХОП системы почва–поверхностные воды; 3 – в предложении (при необходимости) комплекса профилактических и ремедиационных мер по снижению экологического риска загрязнения ХОП системы почва–поверхностные воды.

Поступая с поверхностным стоком или оросительной водой в водные экосистемы, ДДТ и ГХЦГ мигрируют в цепи вода → донные отложения → гидробионты (организмы, обитающие в водной среде) и, помимо донных отложений, накапливаются в последнем звене этой цепи. Однако отсутствие на сегодня ПДК хлорорганических соединений для донных отложений не позволяет дать объективную оценку качественного состояния водных объектов. Крайняя необходимость в разработке этих ПДК связана с существованием риска вторичного загрязнения водной массы хлорорганическими соединениями из донных отложений. Попадание поглощенных пестицидов таким образом в воду происходит при следующих обстоятельствах: взмучивании донных отложений под действием ветра или из-за увеличения скорости течения, а также при драгировании, т. е. изъятии донных отложений при дноуглубительных работах, при резком повышении рН или температуры воды. Последнее становится возможным при попадании в водные объекты сточных вод из химических комбинатов или тепловых и атомных электростанций [54].

Экологический риск загрязнения ХОП системы почва–поверхностные воды проявляется в обнаружении их содержания больше санитарно-гигиенических нормативов в растениях, идущих в пищу, при их выращивании на загрязненных почвах и в рыбной продукции из водных объектов, куда попадают ксенобиотики с коллекторно-дренажной или речной водой. При этом количества ХОП в продуктах питания являются “отпечатками” их соотношений в почве, воде или донных отложениях. Однако при содержании ХОП в продуктах питания меньше ПДК или ОДК не меньший риск представляет кумулятивное действие на животных и человека ДДТ и ГХЦГ, характеризующихся соответственно сверхкумуляцией (К_кум < 1) и выраженной кумуляцией (К_кум = 1), что связано с накоплением ксенобиотиков в организме при многократном поступлении относительно небольших их количеств, приводящим в результате к интоксикации, часто заканчивающимся летальным исходом. Остаточные содержания ДДТ и ГХЦГ в зерне риса (Oryza sativd) из штата Уттар-Прадеш положительно коррелировали с их количествами в почве. Для риса и почвы были характерны одинаковое соотношение (ДДЭ + ДДД)/ДДТ > 1 и доминирование содержания β-изомера ГХЦГ как свидетельство продолжающегося загрязнения растений остаточными количествами в прошлом использовавшихся ХОП. Обнаружено преобладание остаточного содержания ДДТ по сравнению с ГХЦГ не только в почве, но и в получаемом на некоторых территориях южно-предгорной зоны Кубани табачном сырье. Соотношения ДДТ и ГХЦГ, а также остатков ДДТ в виде (ДДЭ + ДДД)/ДДТ > 1 и ДДЭ/ДДД > 1 в мышечной ткани осетровых рыб (Huso huso, Acipenser gueldenstaedtii, A. stellatus и A. persicus), выловленных в прибрежных водах Азербайджана, совпадают с их соотношениями в почвенном покрове Мугано-Сальянского массива и донных отложениях р. Куры. Аккумуляция остатков ХОП в осетровых рыбах связана с продолжающимся поступлением в Каспийское море ксенобиотиков с водами коллекторно-дренажной системы Мугано-Сальянского массива и р. Куры по биогеохимической пищевой цепи почва → вода → ил, вода → рыба, а также заходом в последнюю осетровых для размножения. Как следствие кумулятивного действия, высокая степень поражения поперечнополосатой мышечной ткани отмечена у осетровых рыб, выловленных и на предустьевых пространствах р. Куры. Соотношение остаточных количеств ДДТ и ГХЦГ в печени полосатой камбалы (Pleuronectes pinnifasciatus) из Амурского залива было близким к содержанию ксенобиотиков в донных отложениях, что вполне закономерно, ввиду принадлежности ее к рыбам, непосредственно контактирующим с илами. Как в донных отложениях, так и в печени рыбы, обнаружено высокое содержание “свежего”, недавно поступившего в морскую среду ДДТ (35–85%). И как результат кумулятивного эффекта ХОП были установлены гистопатологические изменения в печени камбалы, выразившиеся в вакуолизации гепатоцитов и воспалительной реакции, как свидетельство патологического состояния этого вида рыб [55].

Модель оценки экологического риска загрязнения ХОП в системе почва–вода–гидробионты показана на рис. 1.

 

Рис. 1. Концептуальная модель экологического риска загрязнения речных вод, поступающих в Каспийское море, стойкими хлорорганическими соединениями (СХС); СПАВ – синтетические поверхностно-активные вещества.

 

Разработанная концептуальная модель представляет собой схематическое изображение исследованного явления в виде совокупности блоков, данных в логической последовательности и характеризуемых информацией об источниках поступления стойких хлорорганических соединений в речные воды, о соотношениях и содержании их остатков в речных водах, сопоставляемых с ПДК или с количествами соединений, токсичных для гидробионтов, о поведении ксенобиотиков в водоеме, а также факторах, способствующих возрастанию экологического риска загрязнения речных вод соединениями, поступающими в Каспийское море. Также при этом следует рассматривать и способы уменьшения экологического риска.

Например, обнаружение остатков вышедших из употребления инсектицидов ДДТ и ГХЦГ в воде и донных отложениях рек и проточных водохранилищ бассейна Каспийского моря связано с их поступлением путем смыва или выщелачивания из давно образованных региональных или локальных педогеохимических аномалий. Высокая токсичность стойких хлорорганических соединений для гидробионтов и их персистентность в водной среде являются двумя главными составляющими экологического риска загрязнения речных вод, поступающих, в частности, в Каспийское море. Экологическая ситуация может усугубляться в связи с возможным взаимодействием отдельных стойких хлорорганических соединений друг с другом, а также с нефтепродуктами и с синтетическими поверхностно-активными веществами, приводящим к повышению длительности их сохранения в водной среде, а также с существованием риска вторичного загрязнения воды ксенобиотиками из донных отложений. В случае попадания ксенобиотиков в Каспийское море бессточность последнего будет способствовать длительной миграции стойких хлорорганических соединений в водной среде в результате преобладания циклонической циркуляции вод с отдельными местными круговоротами, загрязняя морские трофические цепи, конечным звеном которых оказывается человек [55].

БИОГЕОХИМИЧЕСКИЕ ТЕХНОЛОГИИ РЕМЕДИАЦИИ ЭКОСИСТЕМ ДЛЯ СНИЖЕНИЯ ЭКОЛОГИЧЕСКОГО РИСКА ЗАГРЯЗНЕНИЯ ХОП

Очистка почв, загрязненных ксенобиотиками, стала серьезной экологической проблемой с наступлением индустриальной эпохи. Хотя микроорганизмы являются отличными деструкторами пестицидных, гербицидных и фунгицидных соединений в почве, могут потребоваться различные технологические приемы, чтобы стимулировать их к более быстрому разложению этих препаратов в течение ограниченного периода времени. Биостимуляция с помощью соответствующих органических удобрений и питательных веществ может ускорить разложение ксенобиотиков в почве. Однако эффективное использование биостимуляторов требует тщательного понимания глобального окислительно-восстановительного цикла во время микробной деградации молекулы препарата в почве. В этом разделе представлены перспективы использования биостимуляции в качестве элемента биогеохимических технологий восстановления и быстрой очистки почв, загрязненных ксенобиотиками.

Способы управления микробным блоком биогеохимического круговорота ХОП. Агрохимикаты, включая удобрения и ксенобиотики, а также и их производ- ные, оказывают разнообразное воздействие на количество микробов в различных сферах агроэкосистем [56, 57]. Быстрые и последовательные методы диагностики позволяют лучше понять долгосрочное воздействие агрохимикатов на почву и экосистемы. В связи с постоянно растущими знаниями об агрохимикатах, связанных как с их влиянием на микробное звено биогеохимических пищевых цепей, так и на здоровье человека, замыкающего эти цепи, необходима постоянная оценка взаимовлияния в системе агрохимикаты–микробы [58]. Особое значение имеет управление данным взаимодействием.

Ниже приведены примеры наиболее важных подходов к управлению микробным блоком биогеохимического круговорота при трансформации ксенобиотиков в агроэкосистемах.

1. Использование биопестицидов и выращивание трансгенных культур. В комплексной борьбе с вредителями биопестициды являются одними из альтернативных методов изменения и снижения воздействия агрохимикатов на почвенные микробы. Биопестициды, которые представляют собой продукты, полученные из животных, растений и микробов, т. е. бактерий и вирусов, имеют решающее значение в биологическом контроле над насекомыми и болезнями. Трансгенные растения выделяют в окружающую среду смертоносные для микробов соединения, обладающие антагонистическими свойствами. Трансгенные культуры содержат противомикробные соединения, т. е. хитиназы, глюканазы, лизоцимы, тионины, дефенсины и продукты генов системной приобретенной устойчивости, содержат антибиотики, гены устойчивости к гербицидам или производят новые токсины для устойчивости к вредителям. Bacillus thuringiensis и ее продуценты, такие как бакуловирусы, ротенон, пиретрин, никотин и азадирахтин, являются одними из наиболее часто используемых биопестицидов. В отношении триходермы обычно используют агенты биоконтроля, такие как Trichogramma – гриб, который паразитирует на яйцах и питается ими, и Bacillus thuringiensis [59].

Энтомопатогенные нематоды (ЭПН) рода Hete-rorhabditis sp. и Steinernema sp., как и другие сильнодействующие средства, эффективны против насекомых-вредителей двукрылых, жесткокрылых, чешуекрылых и прямокрылых в течение 24 ч [60].

2. Использование микробов, связанных с растениями. Микробы, связанные с растениями, способствуют продовольственной безопасности, сельскохозяйственному производству и экологическому балансу. В исследовании [61] показано, что арбускулярные микоризные грибы (Glomus spp.) с феназином и диацетилфлороглюцином увеличивают количество Pseudomonas fluorescens, в то время как штамм Alcaligenes faecalis SLHRE425 влияет на колонизацию и численность корней арбускулярной микоризы в почве. Штаммы CHA0 и Pf-5 Pseudomonas fluorescens секретируют множество антибиотиков, подавляющих фитопатогены [62]. Карпунина и др. [63] обнаружили ингибирование роста Rhizobium leguminosarum и Bacillus subtilis за счет лектинов I и II (в концентрации 1–10 мкг/мл), выделенных из азотфиксирующей почвенной бактерии Paenibacillus polymyxa. Кроме того, лектин I подавлял рост Azospirillum brasilense и Erwinia carotovora subsp. citrulis, а лектин II подавлял активность Xanthomonas campestris и Azospirillum brasilense. Протравливание семян Pseudomonas в дозе 3 г/кг приводило к увеличению численности грибов (12.3 × 10⁴ КОЕ), актиномицетов (11.4 × 10⁵ КОЕ) и численности Bradyrhizobium japonicum по сравнению с контролем [64].
3. Растительные и микробные побочные продукты. Установлено [65], что некоторые растения выделяют вещества, которые стимулируют или подавляют количество микробов в почве. Микоризы отряда Glomeromycota стимулируются экссудатами стриголактона (сесквитерпена растений) [66]. Рост ризосферных N-фиксирующих бактерий увеличивается за счет флавонов и флавоноидов, выделяемых бобовыми [67].

Помимо борьбы с широким спектром вредителей, различные терпены и их производные обеспечивают питание почвенных микробов и улучшают физико-химические свойства почвы, а также содержат соединения, действующие как противогрибковые и противомикробные средства [68]. Установлено [69], что пиретрум и терпены отрицательно влияют на арбускулярные микоризные грибы в вегетационных и полевых условиях, воздействуя на колонизирующую способность и структуру грибов. Популяцию Azotobacter стимулирует внесение ингибиторов нитрификации, например, азадирахтина [70].

4. Использование пестицидов нового поколения. Инсектициды нового поколения представляют собой как измененные рецептуры существующих инсектицидов, так и разработку новых типов, в основном органических и нанопестицидов. Было показано, что новые пестициды могут быть более эффективными против вредителей, чем традиционные пестициды. Они включают прополис и пестициды на природных субстратах, а также ингибиторы хитина, феромоны и метаморфоз-распространяющие сульфонилмочевины, а также динитроаниллины и триазолы. Существует значительный интерес к созданию зеленых, безопасных и эффективных препаратов на основе интеллектуальных, восприимчивых, экологических и биосовместимых ингредиентов. Защитные средства, входящие в состав растений, или пестицидные материалы, производимые растениями с дополнительными природными ресурсами, могут быть разработаны [71].

Преимущества наноматериалов в области агрохимикатов включают меньший размер частиц, более высокую удельную поверхность, структуру поверхности, растворимость и химическую конфигурацию. Наноматериалы и нанотехнологии могут преодолеть многие недостатки традиционных агрохимикатов, включая биодоступность, фотолиз, и загрязнение органическими растворителями [72].

Во всех упомянутых выше примерах применение агрохимикатов, прежде всего пестицидов, нарушает агрегативность и плодородие почвы за счет разрушения почвенной микробной флоры. Чтобы избежать таких последствий, необходимо поощрять использование биопестицидов, органических пестицидов, новых средств биоконтроля и нанопестицидов. Из-за невыясненных экологических проблем и нежелательных экологических последствий использование нанопестицидов в пестицидах пока еще сомнительно. Чтобы лучше понять долгосрочное воздействие пестицидов на микробные сообщества и их долгосрочное экотоксикологическое воздействие на почву, необходимы дополнительные исследования [73, 74].

Биогеохимические технологии ремедиации экосистем. Химические удобрения и пестициды влияют на свойства почвы. Это связывается с типом питательных веществ и их составом, зависит от преобладающих видов почв, структурного и функционального разнообразия микробиоты, развития ее популяции, активности почвенных ферментов и многих других факторов, рассмотренных выше. Во всех случаях воздействие агрохимикатов может варьироваться от краткосрочных и обратимых временных изменений в структуре и численности микробоценоза до долгосрочных и необратимых. Хотя химические вещества дают экономическую выгоду в форме повышения урожайности сельскохозяйственных культур за счет повышенного поступления питательных веществ и эффективной борьбы с вредителями, их постоянное и долгосрочное использование приводит к радикальным изменениям в почвенном микробном сообществе.

С другой стороны, органические удобрения, навоз и другие биостимуляторы улучшают общее качество и плодородие почвы, что способствует устойчивому сельскому хозяйству. Эти органические препараты экономически и экологически эффективны.

Почвенные микробные популяции представляют собой важное звено в сложных почвенных экосистемах. Они в значительной степени влияют на многие функции почвы, а также на природные биогеохимические пищевые сети. Следовательно, необходимы биогеохимические технологии, позволяющие управлять микробным блоком этих сетей.

Например, при выявлении экологического риска загрязнения ХОП орошаемых агроэкосистем необходимо безотлагательно реализовывать комплекс профилактических и ремедиационных мер по его снижению. К числу этих мер можно отнести следующие:

1 – интенсификация микробиологического самоочищения почв от ХОП путем внесения большого количества (не менее 1%) доступного энергетического субстрата (навоза крупного рогатого скота, измельченной биомассы люцерны и др.) и последующего поддержания почв в затопленном или водонасыщенном состоянии в течение летних месяцев;

2 – обвалование, одернование и обсаживание кустарником загрязненных участков полей рядом с водоемами и водотоками, а также обустройство водоотводящих каналов для поверхностного стока;

3 – исключение из использования для повторного орошения коллекторно-дренажных вод при наличии в них ХОП в количествах > ПДК;

4 – экскавация из водоемов и водотоков донных отложений, загрязненных ХОП;

5 – использование самоочищающей способности водных экосистем от ХОП путем отвода загрязненных коллекторно-дренажных вод через водотоки, заросшие высшими водными растениями и с замедленными скоростями течения воды на пути к крупным водным объектам;

6 – оценка микробного загрязнения вод посредством анализа активности фермента дегидрогеназы [75];

7 – постоянный санитарно-гигиенический мониторинг за содержанием ХОП в водоемах и водотоках, особенно при их питьевом пользовании и рыбной ловле [76];

8 – сочетание биоаугментации и биостимуляции может быть еще одним технологическим приемом для ускорения биоразложения устойчивых соединений. Добавление источников энергии или акцепторов электронов может стимулировать развитие как природных, так и интродуцированных микроорганизмов–деструкторов ХОП [77].

Технологии биоремедиации агроэкосистем, загрязненных ксенобиотиками, должны базироваться на следующих положениях. Например, наличие компетентных микроорганизмов для данного ксенобиотика-загрязнителя, а также подходящие для них условия роста, следует изначально определить путем лабораторных и полевых испытаний. Такая информация будет позволять использовать факторы окружающей среды, которые могут ограничить или предотвратить биоразложение загрязняющих веществ на фактическом участке загрязнения. Исходя из этих соображений, лучшее понимание возможностей микробной деградации вместе с метаболическими путями, а также клеточными механизмами адаптации микробов позволят выявить наиболее подходящие технологические приемы и их применимость для конкретного загрязнения в конкретной агроэкосистеме с использованием как нативных, так и экзогенных микробов-деструкторов.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Концептуальные и технологические подходы, изложенные в данной работе, во многом отражают многолетний вклад д. г. н. Р.В. Галиулина в рассмотрение проблемы агрохимии и экотоксикологии стойких хлорорганических пестицидов. Они также основаны на современных знаниях в этих областях и дают представление о микробиологической трансформации и деградации таких ксенобиотиков в почве. Несмотря на многообразие описанных процессов и факторов, влияющих на пестициды, их стойкость в почве во многом определяется микробиологической трансформацией и деградацией, которые в значительной степени способствуют самоочищению окружающей среды от этих ксенобиотиков. В то же время многие проблемы требуют как теоретического, так и практического решения. К ним относятся проблемы, связанные с деградацией пестицидов, закрепленных в почвах, деградацией пестицидов почвенными экзоферментами, ролью микро- и мезофауны в самоочищении почв от пестицидов, в предотвращении поступления ХОП в биогеохимические пищевые цепи.

Некоторые ключевые концепции микробиологической трансформации и деградации пестицидов в почве (участие микроорганизмов в самоочищении почв от пестицидов и зависимость микробиологической трансформации и деградации пестицидов от некоторых контролируемых факторов) могут лечь в основу биоремедиации этой природной среды. При этом биоремедиация может включать в себя 3 основных подхода:

1 – можно стимулировать рост тех микроорганизмов, которые присутствуют в загрязненной почве (биостимуляция in situ), которые потенциально способны трансформировать ксенобиотик, но неэффективны из-за отсутствия некоторых энергетических субстратов, качественный и количественный состав которых определяется лабораторными исследованиями;

2 – биостимуляция образцов естественной микрофлоры из загрязненной почвы может быть сначала проведена в биореакторах или ферментерах (биостимуляция in vitro). При этом обеспечивается преобладающий и селективный рост микроорганизмов, наиболее эффективных в трансформации указанного ксенобиотика. Далее в загрязненную среду одновременно вводят стимулированную микрофлору и подходящие энергетические субстраты. Создание оптимальных гидротермических и воздушных режимов имеет важное значение для повышения скорости микробного окисления ксенобиотика, а также необходимо внесение органического вещества разной степени минерализации в почвы с низким содержанием гумуса (<3%) с целью компенсации ежегодных потерь при выращивании сельскохозяйственных культур;

3 – в загрязненную почву могут быть внесены относительно большие количества специализированных микроорганизмов, ранее выделенных из различных загрязненных источников и (или) генетически модифицированных (биоаугментация, т. е. увеличение микробной массы).

Об авторах

В. Н. Башкин

Институт физико-химических и биологических проблем почвоведения РАН

Автор, ответственный за переписку.
Email: vladimirbashkin@yandex.ru
Россия, 142290 Московская обл., Пущино, ул. Институтская, 2

Р. А. Галиулина

Институт фундаментальных проблем биологии РАН

Email: vladimirbashkin@yandex.ru
Россия, 142290 Московская обл., Пущино, ул. Институтская, 2

Список литературы

Дополнительные файлы