Оптогенетика и фотофармакология - эффективные инструменты управления активностью клеток с помощью света

Обложка

Цитировать

Полный текст

Аннотация

Современные исследования обогатились перспективными научно-технологическими направлениями, в которых свет играет ключевую роль как инструмент модуляции клеточной активности и инвазивного мониторинга внутриклеточных ионов и других компонентов. Основное преимущество этих подходов - возможность точного управления интенсивностью, спектральными характеристиками и длительностью световых сигналов в пространстве и времени. В обзоре кратко представлены основные направления - оптогенетика и фотофармакология, обеспечивающие управление активностью клеток с помощью света. Оптогенетика - использование светочувствительных трансмембранных белков, способных вызывать возбуждение или ингибирование клеточной активности при освещении различными длинами волн. В 2003 г. был выделен и клонирован светочувствительный белок каналородопсин, который при встраивании в нейроны или другие типы клеток способен под действием голубого света индуцировать ионные токи и изменять потенциал покоя клеток, вызывая их возбуждение. Торможение клеточной активности обеспечивается встраиванием других светочувствительных белков - хлорных или водородных насосов, или анион-избирательных ионных каналов. Эти принципы оказались плодотворными для изучения функций одиночных клеток и нейрональных сетей, а также контроля поведения живых организмов, однако их использование в медицине пока затруднено из-за необходимости генетических манипуляций. Фотофармакология основана на создании и использовании химических соединений, изменяющих конформации и/или активность под действием света. Фотохромные соединения с помощью светочувствительных переключателей способны избирательно активировать или угнетать активность функционально важных белковых молекул - рецепторов, ионных каналов, ферментов и др. В работе освещены принципы и потенциальные возможности использования оптогенетики и фотофармакологии в анализе функций нервных клеток и перспективы в поиске новых путей лечения некоторых заболеваний нервной системы.

Об авторах

Пётр Дмитриевич Брежестовский

Институт нейронаук, Казанский государственный медицинский университет; Институт системных нейронаук, Университет Экс-Марсель

Автор, ответственный за переписку.
Email: pbreges@gmail.com
г. Казань, Россия; г. Марсель, Франция

Андрей Львович Зефиров

Институт нейронаук, Казанский государственный медицинский университет

Email: pbreges@gmail.com
г. Казань, Россия

Список литературы

  1. Deisseroth K. Optogenetics. Nature methods. 2011; 8 (1): 26-29. doi: 10.1038/nmeth.f.324.
  2. Deisseroth K. Optogenetics: 10 years of microbial opsins in neuroscience. Nat. Neurosci. 2015; 18 (9): 1213-1225. doi: 10.1038/nn.4091.
  3. Fenno L., Yizhar O., Deisseroth K. The development and application of optogenetics. Ann. Rev. Neurosci. 2011; 34: 389-412. doi: 10.1146/annurev-neuro-061010-113817.
  4. Tye K.M., Deisseroth K. Optogenetic investigation of neural circuits underlying brain disease in animal models. Nature Rev. Neurosci. 2012; 13 (4): 251-266. doi: 10.1038/nrn3171.
  5. Kim C.K., Adhikari A., Deisseroth K. Integration of optogenetics with complementary methodologies in systems neuroscience. Nature Rev. Neurosci. 2017; 18 (4): 222-235. doi: 10.1038/nrn.2017.15.
  6. Rost B.R., Schneider-Warme F., Schmitz D., Hegemann P. Optogenetic tools for subcellular applications in neuroscience. Neuron. 2017; 96 (3): 572-603. doi: 10.1016/j.neuron.2017.09.047.
  7. Liang X.G., Asanuma H., Kashida H. et al. NMR study on the photoresponsive DNA tethering an azobenzene. Assignment of the absolute configuration of two diastereomers and structure determination of their duplexes in the trans-form. J. Am. Chem. Soc. 2003; 125 (52): 16 408-16 415. doi: 10.1021/ja037248j.
  8. Kashida H., Liang X., Asanuma H. Rational design of functional DNA with a non-ribose acyclic scaffold. Curr. Organ. Chem. 2009; 13 (11): 1065-1084. doi: 10.2174/138527209788680736.
  9. Gorostiza P., Isacoff E.Y. Optical switches for remote and noninvasive control of cell signaling. Science. 2008; 322 (5900): 395-399. doi: 10.1126/science.1166022.
  10. Miesenböck G. Optogenetic control of cells and circuits. Annu. Rev. Cell Dev. Biol. 2011; 27: 731-758. doi: 10.1146/annurev-cellbio-100109-104051.
  11. Szymański W., Beierle J.M., Kistemaker H.A. et al. Reversible photocontrol of biological systems by the incorporation of molecular photoswitches. Chem. Rev. 2013; 113 (8): 6114-6178. doi: 10.1021/cr300179f.
  12. Bregestovski P., Waseem T., Mukhtarov M. Genetically encoded optical sensors for monitoring of intracellular chloride and chloride-selective channel activity. Front. Mol. Neurosci. 2009; 2: 15. doi: 10.3389/neuro.02.015.2009.
  13. Garaschuk O., Griesbeck O. Monitoring calcium levels with genetically encoded indicators. In: Calcium measurement methods. Humana Press. 2010; 43: 101-117.
  14. Suzuki J., Kanemaru K., Iino M. Genetically encoded fluorescent indicators for organellar calcium imaging. Biophys. J. 2016; 111 (6): 1119-1131. doi: 10.1016/j.bpj.2016.04.054.
  15. Imamura H., Nhat K.P.H., Togawa H. et al. Visualization of ATP levels inside single living cells with fluorescence resonance energy transfer-based genetically encoded indicators. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2009; 106 (37): 15 651-15 656. doi: 10.1073/pnas.0904764106.
  16. Berg J., Hung Y.P., Yellen G. A genetically encoded fluorescent reporter of ATP: ADP ratio. Nat. Methods. 2009; 6 (2): 161-166. doi: 10.1038/nmeth.1288.
  17. Bilan D.S., Pase L., Joosen L. et al. HyPer-3: a genetically encoded H2O2 probe with improved performance for ratiometric and fluorescence lifetime imaging. ACS Chem. Biol. 2013; 8 (3): 535-542. doi: 10.1021/cb300625g.
  18. Wojtovich A.P., Foster T.H. Optogenetic control of ROS production. Redox Biol. 2014; 2: 368-376. doi: 10.1016/j.redox.2014.01.019.
  19. Schumacher C.H., Körschen H.G., Nicol C. et al. A fluorometric activity assay for light-regulated cyclic-nucleotide-monophosphate actuators. Methods Mol. Biol. 2016; 1408: 93-105. doi: 10.1007/978-1-4939-3512-3_7.
  20. Covington H.E., Lobo M.K., Maze I. et al. Antidepressant effect of optogenetic stimulation of the medial prefrontal cortex. J. Neurosci. 2010; 30 (48): 16 082-16 090. doi: 10.1523/JNEUROSCI.1731-10.2010.
  21. Haubensak W., Kunwar P.S., Cai H. et al. Genetic dissection of an amygdala microcircuit that gates conditioned fear. Nature. 2010; 468 (7321): 270-276. doi: 10.1038/nature09553.
  22. Laprell L., Hüll K., Stawski P. et al. Restoring light sensitivity in blind retinae using a photochromic AMPA receptor agonist. ACS Chem. Neurosci. 2016; 7 (1): 15-20. doi: 10.1021/acschemneuro.5b00234.
  23. Rossi M.A., Calakos N., Yin H.H. Spotlight on movement disorders: what optogenetics has to offer. Mov. Disord. 2015; 30 (5): 624-631. doi: 10.1002/mds.26184.
  24. Schmidt D., Cho Y.K. Natural photoreceptors and their application to synthetic biology. Trends Biotechnol. 2015; 33 (2): 80-91. doi: 10.1016/j.tibtech.2014.10.007.
  25. Zemelman B.V., Lee G.A., Ng M., Miesenböck G. Selective photostimulation of genetically chARGed neurons. Neuron. 2002; 33 (1): 15-22.
  26. Lima S.Q., Miesenbock G. Remote control of behavior through genetically targeted photostimulation of neurons. Cell. 2005; 121 (1): 141-152. DOI: 10.1016/ j.cell.2005.02.004.
  27. Deisseroth K., Feng G., Majewska A.K. et al. Next-generation optical technologies for illuminating genetically targeted brain circuits. J. Neurosci. 2006; 26 (41): 10 380-10 386. doi: 10.1523/JNEUROSCI.3863-06.2006.
  28. Nagel G., Szellas T., Huhn W. et al. Channelrhodopsin-2, a directly light-gated cation-selective membrane channel. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2003; 100 (24): 13 940-13 945. doi: 10.1073/pnas.1936192100.
  29. Boyden E.S., Zhang F., Bamberg E. et al. Millisecond-timescale, genetically targeted optical control of neural activity. Nature Neurosci. 2005; 8 (9): 1263-1268. doi: 10.1038/nn1525.
  30. Li X., Gutierrez D.V., Hanson M.G. et al. Fast noninvasive activation and inhibition of neural and network activity by vertebrate rhodopsin and green algae channelrhodopsin. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2005; 102 (49): 17 816-17 821. doi: 10.1073/pnas.0509030102.
  31. Gunaydin L.A., Yizhar O., Berndt A. et al. Ultrafast optogenetic control. Nat. Neurosci. 2010; 13 (3): 387-392. doi: 10.1038/nn.2495.
  32. Airan R.D., Thompson K.R., Fenno L.E. et al. Temporally precise in vivo control of intracellular signalling. Nature. 2009; 458: 1025-1029. doi: 10.1038/nature07926.
  33. Lin J.Y., Lin M.Z., Steinbach P., Tsien R.Y. Characterization of engineered channelrhodopsin variants with improved properties and kinetics. Biophys. J. 2009; 96 (5): 1803-1814. doi: 10.1016/j.bpj.2008.11.034.
  34. Lin J.Y. A user's guide to channelrhodopsin variants: features, limitations and future developments. Exp. Physiol. 2011; 96 (1): 19-25. doi: 10.1113/expphysiol.2009.051961.
  35. Schobert B., Lanyi J.K. Halorhodopsin is a light-driven chloride pump. J. Biol. Chem. 1982; 257 (17): 10 306-10 313.
  36. Zhang F., Wang L.P., Brauner M. et al. Multimodal fast optical interrogation of neural circuitry. Nature. 2007; 446 (7136): 633-639. doi: 10.1038/nature05744.
  37. Chow B.Y., Han X., Dobry A.S. et al. High-performance genetically targetable optical neural silencing by light-driven proton pumps. Nature. 2010; 463 (7277): 98-102. doi: 10.1038/nature08652.
  38. Han X., Chow B.Y., Zhou H. et al. A high-light sensitivity optical neural silencer: development and application to optogenetic control of nun-human primate cortex. Front. Sys. Neurosci. 2011; 5 (18): 1-8. doi: 10.3389/fnsys.2011.00018.
  39. Govorunova E.G., Sineshchekov O.A., Janz R. et al. Natural light-gated anion channels: A family of microbial rhodopsins for advanced optogenetics. Science. 2015; 349 (6248): 647-650. doi: 10.1126/science.aaa7484.
  40. Hauser F.E., van Hazel I., Chang B.S.W. Spectral tuning in vertebrate short wavelength-sensitive 1 (SWS1) visual pigments: can wavelength sensitivity be inferred from sequence data? J. Exp. Zool B Mol. Dev. Evol. 2014; 322 (7): 529-539. doi: 10.1002/jez.b.22576.
  41. Thoen H.H., How M.J., Chiou T.H., Marshall J. A different form of color vision in mantis shrimp. Science. 2014; 343 (6169): 411-413. doi: 10.1126/science.1245824.
  42. Diester I., Kaufman M.T., Mogri M. et al. An optogenetic toolbox designed for primates. Nat. Neurosci. 2011; 14 (3): 387-397. doi: 10.1038/nn.2749.
  43. Gerits A., Farivar R., Rosen B.R. et al. Optogenetically-induced behavioral and functional network changes in primates. Curr. Biol. 2012; 22 (18): 1722-1726. doi: 10.1016/j.cub.2012.07.023.
  44. Busskamp V., Duebel J., Balya D. et al. Genetic reactivation of cone photoreceptors restores visual responses in retinitis pigmentosa. Science. 2010; 329 (5990): 413-417. doi: 10.1126/science.1190897.
  45. Sengupta A., Chaffiol A., Macé E. et al. Red-shifted channelrhodopsin stimulation restores light responses in blind mice, macaque retina, and human retina. EMBO Mol. Med. 2016; 8 (11): 1248-1264. doi: 10.15252/emmm.201505699.
  46. Benfenati F., Lanzani G. New technologies for developing second generation retinal prostheses. Lab. Animal. 2018; 47: 71-75. doi: 10.1038/s41684-018-0003-1.
  47. Yizhar O., Fenno L.E., Davidson T.J. et al. Optogenetics in neural systems. Neuron. 2011; 71 (1): 9-34. doi: 10.1016/j.neuron.2011.06.004.
  48. Lin J.Y., Knutsen P.M., Muller A. et al. ReaChR: a red-shifted variant of channelrhodopsin enables deep transcranial optogenetic excitation. Nature Neurosci. 2013; 16 (10): 1499-1508. doi: 10.1038/nn.3502.
  49. Oh E., Maejima T., Liu C. et al. Substitution of 5-HT1A receptor signaling by a light-activated G protein-coupled receptor. J. Biol. Chem. 2010; 285 (40): 30 825-30 836. doi: 10.1074/jbc.M110.147298.
  50. Carter M.E., de Lecea L. Optogenetic investigation of neural circuits in vivo. Trends Mol. Med. 2011; 17 (4): 197-206. doi: 10.1016/j.molmed.2010.12.005.
  51. Belzung C., Turiault M., Griebel G. Optogenetics to study the circuits of fear-and depression-like behaviors: a critical analysis. Pharmacol. Biochem. Behav. 2014; 122: 144-157. doi: 10.1016/j.pbb.2014.04.002.
  52. Hight A.E., Kozin E.D., Darrow K. et al. Superior temporal resolution of Chronos versus channelrhodopsin-2 in an optogenetic model of the auditory brainstem implant. Hear Res. 2015; 322: 235-241. doi: 10.1016/j.heares.2015.01.004.
  53. Keppeler D., Merino R.M., de la Morena D.L. et al. Ultrafast optogenetic stimulation of the auditory pathway by targeting-optimized Chronos. EMBO J. 2018; pii: e99649. doi: 10.15252/embj.201899649.
  54. Dombrowski T., Rankovic V., Moser T. Toward the optical cochlear implant. Cold Spring Harb. Perspect. Med. 2018; pii: a033225. doi: 10.1101/cshperspect.a033225.
  55. Govorunova E.G., Sineshchekov O.A., Li H., Spudich J.L. Microbial rhodopsins: diversity, mechanisms, and optogenetic applications. Ann. Rev. Biochem. 2017; 86: 845-872. doi: 10.1146/annurev-biochem-101910-144233.
  56. Gushchin I., Gordeliy V. Microbial rhodopsins. Membrane protein complexes: Structure and function. Subcell. Biochem. 2018; 87: 19-56. DOI: 10.1007/ 978-981-10-7757-9_2.
  57. Gradinaru V., Mogri M., Thompson K.R. et al. Optical deconstruction of parkinsonian neural circuitry. Science. 2009; 324 (5925): 354-359. doi: 10.1126/science.1167093.
  58. Chen Y., Xiong M., Zhang S.C. Illuminating Parkinson's therapy with optogenetics. Nature Biotechnol. 2015; 33 (2): 149-150. doi: 10.1038/nbt.3140.
  59. Seeger-Armbruster S., Bosch-Bouju C., Little S.T. et al. Patterned, but not tonic, optogenetic stimulation in motor thalamus improves reaching in acute drug-induced parkinsonian rats. J. Neurosci. 2015; 35 (3): 1211-1216. doi: 10.1523/JNEUROSCI.3277-14.2015.
  60. Bordia T., Perez X.A., Heiss J.E. et al. Optogenetic activation of striatal cholinergic interneurons regulates L-dopa-induced dyskinesias. Neurobiol. Dis. 2016; 91: 47-58. doi: 10.1016/j.nbd.2016.02.019.
  61. Parker K.L., Kim Y., Alberico S.L. et al. Optogenetic approaches to evaluate striatal function in animal models of Parkinson disease. Dialogues Clin. Neurosci. 2016; 18 (1): 99-107. PMID: 27069384.
  62. Wykes R.C., Heeroma J.H., Mantoan L. et al. Optogenetic and potassium channel gene therapy in a rodent model of focal neocortical epilepsy. Sci. Transl. Med. 2012; 4 (161): 161ra152. doi: 10.1126/scitranslmed.3004190.
  63. Paz J.T., Huguenard J.R. Optogenetics and epilepsy: past, present and future. Epilepsy Curr. 2015; 15 (1): 34-38. doi: 10.5698/1535-7597-15.1.34.
  64. Zhao M., Alleva R., Ma H. et al. Optogenetic tools for modulating and probing the epileptic network. Epilepsy Res. 2015; 116: 15-26. doi: 10.1016/j.eplepsyres.2015.06.010.
  65. Iyer S.M., Montgomery K.L., Towne C. et al. Virally mediated optogenetic excitation and inhibition of pain in freely moving nontransgenic mice. Nature Biotechnol. 2014; 32 (3): 274-278. doi: 10.1038/nbt.2834.
  66. Kalanithi P.S., Henderson J.M. Optogenetic neuromodulation. Intern. Rev. Neurobiol. 2012; 107: 185-205. doi: 10.1016/B978-0-12-404706-8.00010-3.
  67. Chow B.Y., Boyden E.S. Optogenetics and translational medicine. Sci. Translat. Med. 2013; 5 (177): 177ps5. doi: 10.1126/scitranslmed.3003101.
  68. Capelle H.H., Krauss J.K. Neuromodulation in dystonia: current aspects of deep brain stimulation. Neuromodulation. 2009; 12 (1): 8-21. doi: 10.1111/j.1525-1403.2009.00183.x.
  69. Sorar M., Hanalioglu S., Kocer B. et al. Experience reduces surgical and hardware-related complications of deep brain stimulation surgery: A single-center study of 181 patients operated in six years. Parkinson’s Dis. 2018; 2018: 3056018. doi: 10.1155/2018/3056018.
  70. Deer T.R., Krames E., Mekhail N. et al. Neuromodulation Appropriateness Consensus Committee. The appropriate use of neurostimulation: New and evolving neurostimulation therapies and applicable treatment for chronic pain and selected disease states. Neuromodulation. 2014; 17 (6): 599-615. doi: 10.1111/ner.12204.
  71. Collomb-Clerc A., Welter M.L. Effects of deep brain stimulation on balance and gait in patients with Parkinson's disease: a systematic neurophysiological review. Neurophysiol. Clin. 2015; 45 (4-5): 371-388. doi: 10.1016/j.neucli.2015.07.001.
  72. Stefani A., Cerroni R., Mazzone P. et al. Mechanisms of action underlying the efficacy of deep brain stimulation of the subthalamic nucleus in Parkinson's disease: central role of disease severity. Eur. J. Neurosci. 2018. doi: 10.1111/ejn.14088.
  73. Muthuraman M., Koirala N., Ciolac D. et al. Deep brain stimulation and L-DOPA therapy: Concepts of action and clinical applications in Parkinson's disease. Frontiers Neurol. 2018; 9: 711. doi: 10.3389/fneur.2018.00711.
  74. Welberg L. Techniques: optogenetic control in monkey brains. Nat. Rev. Neurosci. 2012; 13 (9): 603. doi: 10.1038/nrn3331.
  75. Liu X., Ramirez S., Pang P.T. et al. Optogenetic stimulation of a hippocampal engram activates fear memory recall. Nature. 2012; 484 (7394): 381-385. doi: 10.1038/nature11028.
  76. Ramirez S., Liu X., Lin P.A. et al. Creating a false memory in the hippocampus. Science. 2013; 341 (6144): 387-391. doi: 10.1126/science.1239073.
  77. Williams J.C., Denison T. From optogenetic technologies to neuromodulation therapies. Sci. Transl. Med. 2013; 5 (177): 177ps6. doi: 10.1126/scitranslmed.3003100.
  78. Luchkina N.V., Bolshakov V.Y. Diminishing fear: Optogenetic approach toward understanding neural circuits of fear control. Pharmacol. Biochem. Behav. 2018; 174: 64-79. doi: 10.1016/j.pbb.2017.05.005.
  79. Yamamoto K., Tanei Z.I., Hashimoto T. et al. Chronic optogenetic activation augments Aβ pathology in a mouse model of Alzheimer disease. Cell Reports. 2015; 11 (6): 859-865. doi: 10.1016/j.celrep.2015.04.017.
  80. Ordaz J.D., Wu W., Xu X.M. Optogenetics and its application in neural degeneration and regeneration. Neur. Regeneration Res. 2017; 12 (8): 1197-1209. doi: 10.4103/1673-5374.213532.
  81. Galvan A., Stauffer W.R., Acker L. et al. Nonhuman primate optogenetics: recent advances and future directions. J. Neurosci. 2017; 37 (45): 10 894-10 903. doi: 10.1523/ JNEUROSCI.1839-17.2017.
  82. Imbriani P., Sciamanna G., Santoro M. et al. Promising rodent models in Parkinson's disease. Parkinsonism Related Dis. 2018; 46 (1): S10-S14. doi: 10.1016/ j.parkreldis.2017.07.027.
  83. Sahel J.A., Roska B. Gene therapy for blindness. Annu. Rev. Neurosci. 2013; 36: 467-488. doi: 10.1146/annurev-neuro-062012-170304.
  84. Bi A., Cui J., Ma Y.P. et al. Ectopic expression of a microbial-type rhodopsin restores visual responses in mice with photoreceptor degeneration. Neuron. 2006; 50: 23-33. doi: 10.1016/j.neuron.2006.02.026.
  85. Tomita H., Sugano E., Isago H. et al. Channelrhodopsin-2 gene transduced into retinal ganglion cells restores functional vision in genetically blind rats. Exp. Eye Res. 2010; 90 (3): 429-436. doi: 10.1016/j.exer.2009.12.006.
  86. Macе E., Caplette R., Marre O. et al. Targeting channelrhodopsin-2 to ON-bipolar cells with vitreally administered AAV restores ON and OFF visual responses in blind mice. Mol. Ther. 2015; 23 (1): 7-16. doi: 10.1038/mt.2014.154.
  87. Gaub B.M., Berry M.H., Holt A.E. et al. Optogenetic vision restoration using rhodopsin for enhanced sensitivity. Molecular Therapy. 2015; 23 (10): 1562-1571. doi: 10.1038/mt.2015.121.
  88. Kravitz A.V., Bonci A. Optogenetics, physiology, and emotions. Front. Behav. Neurosci. 2013; 7: 169. doi: 10.3389/fnbeh.2013.00169.
  89. Packer A.M., Roska B., Häusser M. Targeting neurons and photons for optogenetics. Nat. Neurosci. 2013; 16 (7): 805-815. doi: 10.1038/nn.3427.
  90. Kramer R.H., Mourot A., Adesnik H. Optogenetic pharmacology for control of native neuronal signaling proteins. Nat. Neurosci. 2013; 16 (7): 816-823. doi: 10.1038/nn.3424.
  91. Harvey A.J., Abell A.D. α-Ketoester-based photobiological switches: synthesis, peptide chain extension and assay against α-chymotrypsin. Bioorganic Med. Chem. Letters. 2001; 11 (18): 2441-2444. doi: 10.1016/ S0960-894X(01)00464-4.
  92. Szobota S., Gorostiza P., Del Bene F. et al. Remote control of neuronal activity with a light-gated glutamate receptor. Neuron. 2007; 54 (4): 535-545. doi: 10.1016/j.neuron.2007.05.010.
  93. Tochitsky I., Banghart M.R., Mourot A. et al. Optochemical control of genetically engineered neuronal nicotinic acetylcholine receptors. Nat. Chem. 2012; 4 (2): 105-111. doi: 10.1038/nchem.1234.
  94. Banghart M., Borges K., Isacoff E. et al. Light-activated ion channels for remote control of neuronal firing. Nat. Neurosci. 2004; 7 (12): 1381-1386. doi: 10.1038/nn1356.
  95. Banghart M.R., Mourot A., Fortin D.L. et al. Photochromic blockers of voltage-gated potassium channels. Angewandte Chemie International Edition. 2009; 48 (48): 9097-9101. doi: 10.1002/anie.200904504.
  96. Fortin D.L., Banghart M.R., Dunn T.W. et al. Photochemical control of endogenous ion channels and cellular excitability. Nature Methods. 2008; 5 (4): 331-338. doi: 10.1038/nmeth.1187.
  97. Fortin D.L., Dunn T.W., Kramer R.H. Engineering light-regulated ion channels. Cold Spring Harbor Protocols. 2011; 2011 (6): 579-585. doi: 10.1101/pdb.top112.
  98. Velema W.A., Szymanski W., Feringa B.L. Photopharmacology: beyond proof of principle. J. Am. Chem. Soci. 2014; 136 (6): 2178-2191. doi: 10.1021/ja413063e.
  99. Bregestovski P., Maleeva G., Gorostiza P. Light-induced regulation of ligand-gated channel activity. Brit. J. Pharmacol. 2018; 175 (11): 1892-1902. doi: 10.1111/bph.14022.
  100. Брежестовский П.Д., Малеева Г.В. Фотофармакология: краткий обзор на примере управления калиевыми каналами. Ж. высшей нервной деятельности. 2017; 67 (5): 41-52. doi: 10.7868/S0044467717050057.
  101. Damijonaitis A., Broichhagen J., Laprell L. et al. Cholinergic photopharmacology - controlling nicotinic and muscarinic acetylcholine receptors with photoswitchable molecules. FASEB J. 2015; 29 (1): 933-935.
  102. Volgraf M., Gorostiza P., Numano R. et al. Allosteric control of an ionotropic glutamate receptor with an optical switch. Nature Chem. Biol. 2006; 2 (1): 47-52. doi: 10.1038/nchembio756.
  103. Gorostiza P., Volgraf M., Numano R. et al. Mechanisms of photoswitch conjugation and light activation of an ionotropic glutamate receptor. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2007; 104 (26): 10 865-10 870. doi: 10.1073/pnas.0701274104.
  104. Yue L., Pawlowski M., Dellal S.S. et al. Robust photoregulation of GABA(A) receptors by allosteric modulation with a propofol analogue. Nat. Commun. 2012; 3: 1095. doi: 10.1038/ncomms2094.
  105. Lin W.C., Davenport C.M., Mourot A. et al. Engineering a light-regulated GABAA receptor for optical control of neural inhibition. ACS Chem. Biol. 2014; 9 (7): 1414-1419. doi: 10.1021/cb500167u.
  106. Mehta Z.B., Johnston N.R., Nguyen-Tu M.S. et al. Remote control of glucose homeostasis in vivo using photopharmacology. Sci. Rep. 2017; 7 (1): 291. doi: 10.1038/s41598-017-00397-0.
  107. Hüll K., Morstein J., Trauner D. In vivo photopharmacology. Chem. Rev. 2018; 118 (21): 10 710-10 747. doi: 10.1021/acs.chemrev.8b00037.
  108. Hausser M. Optogenetics: the age of light. Nat. Methods. 2014; 11 (10): 1012-1014. doi: 10.1038/nmeth.3111.
  109. Брежестовский П.Д. Оптогенетика в неврологии: обзор направлений и перспективы. Неврология XXI века: диагностические, лечебные и исследовательские технологии. В 3 т. Под. ред. М.А. Пирадова, С.Н. Иллариошкина, М.М. Танашян. Т. III. Современные исследовательские технологии в экспериментальной неврологии. М.: АТМО. 2015; 315-349.
  110. Bregestovski P., Mukhtarov M. Optogenetics: perspectives in biomedical research (review). Sovremennye tehnologii v medicine. 2016; 8 (4): 212-221. doi: 10.17691/stm2016.8.4.26.
  111. Han S.Y., Clarkson J., Piet R., Herbison A.E. Optical approaches for interrogating neural circuits controlling hormone secretion. Endocrinology. 2018; 159 (11): 3822-3833. doi: 10.1210/en.2018-00594.

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать

© 2019 Брежестовский П.Д., Зефиров А.Л.

Creative Commons License

Эта статья доступна по лицензии
Creative Commons Attribution-NonCommercial-ShareAlike 4.0 International License.



Согласие на обработку персональных данных с помощью сервиса «Яндекс.Метрика»

1. Я (далее – «Пользователь» или «Субъект персональных данных»), осуществляя использование сайта https://journals.rcsi.science/ (далее – «Сайт»), подтверждая свою полную дееспособность даю согласие на обработку персональных данных с использованием средств автоматизации Оператору - федеральному государственному бюджетному учреждению «Российский центр научной информации» (РЦНИ), далее – «Оператор», расположенному по адресу: 119991, г. Москва, Ленинский просп., д.32А, со следующими условиями.

2. Категории обрабатываемых данных: файлы «cookies» (куки-файлы). Файлы «cookie» – это небольшой текстовый файл, который веб-сервер может хранить в браузере Пользователя. Данные файлы веб-сервер загружает на устройство Пользователя при посещении им Сайта. При каждом следующем посещении Пользователем Сайта «cookie» файлы отправляются на Сайт Оператора. Данные файлы позволяют Сайту распознавать устройство Пользователя. Содержимое такого файла может как относиться, так и не относиться к персональным данным, в зависимости от того, содержит ли такой файл персональные данные или содержит обезличенные технические данные.

3. Цель обработки персональных данных: анализ пользовательской активности с помощью сервиса «Яндекс.Метрика».

4. Категории субъектов персональных данных: все Пользователи Сайта, которые дали согласие на обработку файлов «cookie».

5. Способы обработки: сбор, запись, систематизация, накопление, хранение, уточнение (обновление, изменение), извлечение, использование, передача (доступ, предоставление), блокирование, удаление, уничтожение персональных данных.

6. Срок обработки и хранения: до получения от Субъекта персональных данных требования о прекращении обработки/отзыва согласия.

7. Способ отзыва: заявление об отзыве в письменном виде путём его направления на адрес электронной почты Оператора: info@rcsi.science или путем письменного обращения по юридическому адресу: 119991, г. Москва, Ленинский просп., д.32А

8. Субъект персональных данных вправе запретить своему оборудованию прием этих данных или ограничить прием этих данных. При отказе от получения таких данных или при ограничении приема данных некоторые функции Сайта могут работать некорректно. Субъект персональных данных обязуется сам настроить свое оборудование таким способом, чтобы оно обеспечивало адекватный его желаниям режим работы и уровень защиты данных файлов «cookie», Оператор не предоставляет технологических и правовых консультаций на темы подобного характера.

9. Порядок уничтожения персональных данных при достижении цели их обработки или при наступлении иных законных оснований определяется Оператором в соответствии с законодательством Российской Федерации.

10. Я согласен/согласна квалифицировать в качестве своей простой электронной подписи под настоящим Согласием и под Политикой обработки персональных данных выполнение мною следующего действия на сайте: https://journals.rcsi.science/ нажатие мною на интерфейсе с текстом: «Сайт использует сервис «Яндекс.Метрика» (который использует файлы «cookie») на элемент с текстом «Принять и продолжить».