Лихорадка Ласса. Часть 2. Лабораторная диагностика, лечение, разработки лекарственных препаратов

Обложка

Цитировать

Полный текст

Аннотация

Глобализация и скоростные средства передвижения способствуют распространению инфекций, опасных для человека. Патогены, передаваемые воздушно-капельным путем, обладают пандемическим потенциалом, как в настоящее время показано на примере нового коронавируса SARS-CoV-2. Природно-очаговая лихорадка Ласса (ЛЛ), распространенная в странах западной Африки, в 35 случаях была зарегистрирована на неэндемичных географических районах, так как человек, инфицированный вирусом Ласса (Lassa virus, LASV), является источником инфекции длительное время (до двух месяцев). На эндемичных территориях описаны случаи заражения при передаче вируса «от человека к человеку». В Германии зафиксированы факты вторичной передачи вируса от пациентов врачам при осмотре и взятии крови у внешне здорового человека, а также при вскрытии погибшего в результате тяжелого течения ЛЛ. Неспецифические симптомы недомогания при ЛЛ характерны и для других многочисленных заболеваний, распространенных на африканском континенте, например, при малярии и брюшном тифе или при вирусных инфекциях — это желтая лихорадка, лихорадки Чикунгунья, денге и Зика, оспа обезьян и болезнь, вызванная вирусом Эбола. При протекании этих болезней могут быть и схожие дерматологические проявления. Своевременное выявление заболевших и дифференциальная диагностика имеют решающее значение для обеспечения безопасного ухода за пациентами и применения доступной противовирусной терапии (при ЛЛ это препарат рибавирин). Методы научных исследований LASV включают: анализы на основе полимеразной цепной реакции (ПЦР) по определению вирусной РНК, электронную микроскопию, выделение инфекционного вируса на культуре чувствительных клеток, реакцию непрямой иммунофлуоресценции (РНИФ), иммуноферментный (ИФА) и иммунохроматографический (ИХА) анализы по выявлению антител и/или антигена, а также иммуноблоттинг. Для диагностики ЛЛ в настоящее время, в основном, используют тест-системы на основе молекулярно-генетических методов. С 80-х гг. XX в. и до сих пор для лечения пациентов с ЛЛ используют рибавирин, но накопление этого препарата в плазме в больших количествах вызывает гемолиз, развитие анемии и нарушение функции почек. В связи с этим рассматриваются варианты лечения при уменьшении его концентрации за счет сочетанного использования с другими противовирусными препаратами. Идет поиск новых терапевтических средств, способных ингибировать вирусную репликацию на ранней стадии болезни, так как зарегистрированные вакцины отсутствуют.

Об авторах

Елена Ивановна Казачинская

Научно-исследовательский институт вирусологии Федерального исследовательского центра фундаментальной и трансляционной медицины Cибирского отделения Российской Академии наук; Государственный научный центр вирусологии и биотехнологии «Вектор» Роспотребнадзора

Автор, ответственный за переписку.
Email: lena.kazachinskaia@mail.ru
ORCID iD: 0000-0002-1856-6147

д.б.н., ведущий научный сотрудник отдела экспериментального моделирования патогенеза инфекционных заболеваний, ведущий научный сотрудник отдела биоинженерии

Россия, Новосибирск; 630559, Новосибирская область, р.п. Кольцово

В. С. Арипов

Государственный научный центр вирусологии и биотехнологии «Вектор» Роспотребнадзора

Email: aripov_vs@vector.nsc.ru

аспирант, младший научный сотрудник отдела биоинженерии

Россия, 630559, Новосибирская область, р.п. Кольцово

А. В. Иванова

Государственный научный центр вирусологии и биотехнологии «Вектор» Роспотребнадзора

Email: Ivanova_av@vector.nsc.ru

к.б.н., старший научный сотрудник отдела биоинженерии

Россия, 630559, Новосибирская область, р.п. Кольцово

А. М. Шестопалов

Научно-исследовательский институт вирусологии Федерального исследовательского центра фундаментальной и трансляционной медицины Cибирского отделения Российской Академии наук

Email: shestopalov2@mail.ru

д.б.н., профессор, зав. отделом экспериментального моделирования патогенеза инфекционных заболеваний

Россия, Новосибирск

Список литературы

  1. Андаев Е.И., Мельникова О.В., Титенко А.М. Санитарная охрана территории от завоза и распространения особо опасных вирусных инфекций. Сообщение 5. Лихорадка Лаcса // Проблемы особо опасных инфекций. 2008. № 1 (95). C. 17–22. [Andaev E.I., Mel’nikova O.V., Titenko A.M. Sanitary protection o f the territories from delivery and distribution of especially dangerous viral infections. Message 5. Lassa Fever. Problemy osobo opasnykh infektsiy = Problems of Particularly Dangerous Infections, 2008, no. 1 (95), pp. 17–22. (In Russ.)] doi: 10.21055/0370-1069-2008-1(95)-17-22
  2. Казачинская Е.И., Арипов В.С., Иванова А.В., Шестопалов А.М. Лихорадка Ласса. Часть 1. Этиология, эпидемиология, клиническая картина // Инфекция и иммунитет. 2022. Т. 12, № 3. C. 427–438. [Kazachinskaia E.I., Aripov V.S., Ivanova A.V., Shestopalov A.M. Lassa fever. Part 1. Etiology, epidemiology and clinical manifestations. Infektsiya i immunitet = Russian Journal of Infection and Immunity, 2022, vol. 12, no. 3, pp. 427–438. (In Russ.)] doi: 10.15789/2220-7619-EEA-1814
  3. Карташов М.Ю., Чуб Е.В., Микрюкова Т.П., Найденова Е.В., Терновой В.А. Перспективы применения петлевой изотермической амплификации в диагностике опасных инфекционных болезней, вызванных вирусами I группы патогенности // Проблемы особо опасных инфекций. 2020. № 2. C. 22–30. [Kartashov M.Yu., Chub E.V., Mikryukova T.P., Naidenova E.V., Ternovoy V.A. Prospects for the use of loop isothermal amplification in the diagnosis of particularly dangerous infectious diseases caused by the viruses of the pathogenicity group I. Problemy osobo opasnykh infektsii = Problems of Particularly Dangerous Infections, 2020, no. 2, pp. 22–30. (In Russ.)] doi: 10.21055/0370-1069-2020-2-22-30
  4. Краснянский В.П., Градобоев В.Н., Борисевич И.В., Потрываева Н.В., Лебединская Е.В., Черникова Н.К., Тиманькова Г.Д. Разработка и изучение свойств иммуноглобулина против лихорадки Ласса // Вопросы вирусологии. 1997. Т. 42, № 4. С. 71–73. [Krasnyansky V.P., Gradoboev V.N., Borisevich I.V. Petryaeva N.I. Chernikova N.T., Timenkov G.D. Voprosy virusologii = Problems of Virology, 1997, vol. 42, no. 4, pp. 168–171. (In Russ.)]
  5. Куницкая Л.Я., Быстрова С.И., Чередниченко И.А., Зайцева В.Н., Владыко А.С. Получение антителпродуцирующих гибридом к вирусу Ласса // Журнал микробиологии, эпидемиологии и иммунологии. 1991. № 3. С. 67–70. [Kunitskaya L.Ya., Bystrova S.I., Cherednichenko I.A., Zaitseva V.N., Vladykо A.S. Obtaining antibody-producing hybrids to Lassa virus. Zhurnal mikrobiologii, epidemiologii i immunologii = Journal of Microbiology, Epidemiology and Immunology, 1991, no. 3, pp. 67–70. (In Russ.)]
  6. Маркин В.А., Марков В.И. Вирусные геморрагические лихорадки – эволюция эпидемиологического потенциала // Журнал микробиологии, эпидемиологии и иммунологии. 2002. № 1. С. 91–98. [Markin V.A., Markov V.I. Viral hemorrhagic fevers-evolution epidemiological potential. Zhurnal mikrobiologii, epidemiologii i immunologii = Journal of Microbiology, Epidemiology and Immunology, 2002, no. 1, pp. 91–98. (In Russ.)]
  7. Оcипова Н.И. Разработка иммуноферментных тест-систем для диагностики особо опасных геморрагических лихорадок (вирус Эбола, вирус Марбург, вирус Мачупо, вирус Ласса) // Ветеринария. Реферативный журнал. 2010. № 1. С. 209. [Osipova N.I. Development of enzyme immunoassay systems for the diagnosis of particularly dangerous hemorrhagic fevers (Ebola virus, Marburg virus, Machupo virus, Lassa virus). Veterinariya. Referativnyi zhurnal = Veterinary Medicine. Abstract Journal, 2010, no. 1, p. 209. (In Russ.)]
  8. Противочумные учреждения. [Anti-plague institutions.] URL: https://www.rospotrebnadzor.ru/region/structure/str_chum.php (28.02.2021)
  9. Референс-центры по мониторингу за возбудителями инфекционных и паразитарных болезней в рамках ММСП 2005. [Reference centers for monitoring pathogens of infectious and parasitic diseases within the framework of the IHR 2005.] URL: http://77.rospotrebnadzor.ru/index.php/san-epid/40-2009-08-20-06-08-14/2872-2005 (28.02.2021)
  10. Рустамова Л.М., Семенов С.Ф., Богданова Н.Л., Владыко А.С., Красько А.Г. Набор для выявления антител к возбудителям особо опасных вирусных инфекций Ласса и Эбола методом непрямой иммунофлуоресценции // БИОпрепараты. Профилактика, диагностика, лечение. 2016. Т. 16, № 2. С. 115–119. [Rustamova L.M., Semenov S.F., Bogdanova N.L., Vladyko A.S., Krasko A.G. The kit for identification of antibodies against Lassa and Ebola viruses by indirect immunofluorescence. BIOpreparaty. Profilaktika, diagnostika, lechenie = BIOpreparations. Prevention, Diagnosis, Treatment, 2016, vol. 16, no. 2, pp. 115–119. (In Russ.)]
  11. СП 1.3.3118-13. Безопасность работы с микроорганизмами I–II групп патогенности (опасности). Электронный фонд правовой и нормативно-технической документации. [Sanitary rules P 1.3118-13. Safety of work with microorganisms of the I–II groups of pathogenicity (danger). Electronic fund of legal and regulatory and technical documentation.] URL: http://docs.cntd.ru/document/573319206 (25.02.2021)
  12. Терехин С.А., Клименко И.С., Бутенко А.М., Гребенщикова Т.В., Ларичев В.Ф. Определение активности рибавирина в опытах in vitro на модели вируса Батаи // Клиническая микробиология и антимикробная химиотерапия. 2010. Т. 12, № 1. С. 54–56. [Terekhin S.A., Klimenko I.S., Butenko A.M., Grebennikova T.V., Larichev V.F. In vitro activity of ribavirin in experimental model of Batai virus. Klinicheskaya mikrobiologiya i antimikrobnaya khimioterapiya = Clinical Microbiology and Antimicrobial Chemotherapy, 2010, vol. 12, no. 1, pp. 54–56. (In Russ.)]
  13. Шатохина И.А., Тимофеев М.А. Геморрагическая лихорадка Ласса // Инфекционные болезни: Новости. Мнения. Обучение. 2015. № 1 (10). С. 39–44. [Shatokhina I.V., Timofeev M.A. Lassa fever. Infektsionnye bolezni: Novosti. Mneniya. Obuchenie = Infectious Diseases: News, Opinions, Training, 2015, no. 1 (10), pp. 39–44. (In Russ.)]
  14. Электронный фонд правовой и нормативно-технической документации. О Центре специальной лабораторной диагностики и лечения особо опасных и экзотических инфекционных заболеваний. [Electronic fund of legal and regulatory and technical documentation. About the Center for Special Laboratory diagnostics and Treatment of especially dangerous and exotic infectious diseases.] URL: http://docs.cntd.ru/document/901749158 (28.02.2021)
  15. Akhmetzhanov A.R., Asai Y., Nishiura H. Quantifying the seasonal drivers of transmission for Lassa fever in Nigeria. Philos. Trans. R. Soc. B: Biol. Sci., 2019, vol. 374, no. 1775: 20180268. doi: 10.1098/rstb.2018.0268
  16. Arruda L.B., Haider N., Olayemi A., Simons D., Ehichioya D., Yinka-Ogunleye A., Ansumana R., Thomason M.J., Asogun D., Ihekweazu C., Fichet-Calvet E., Kock R.A. The niche of one health approaches in Lassa fever surveillance and control. Ann. Clin. Microbiol. Antimicrob., 2021, vol. 20, no. 1: 29. doi: 10.1186/s12941-021-00431-0
  17. Aston N., Bamborough P., Buckton J., Edwards C., Holmes D., Jones K., Patel V., Smee P., Somers D., Vitulli G., Walker A. p38α Mitogen-activated protein kinase inhibitors: optimization of a series of biphenylamides to give a molecule suitable for clinical progression. J. Medicinal Chemistry, 2009, vol. 52, no. 20, pp. 6257–6269. doi: 10.1021/jm9004779
  18. Bausch D.G., Rollin P.E., Demby A.H., Coulibaly M., Kanu J., Conteh A.S., Wagoner K.D., McMullan L.K., Bowen M.D., Peters C.J., Ksiazek T.G. Diagnosis and clinical virology of Lassa fever as evaluated by enzyme-linked immunosorbent assay, indirect fluorescent-antibody test, and virus isolation. J. Clin. Microbiol., 2000, vol. 38, no. 7, pp. 2670–7.
  19. Baumann J., Knüpfer M., Ouedraogo J., Traoré B.Y., Heitzer A., Kané B., Maiga B., Sylla M., Kouriba B., Wölfel R. Lassa and Crimean-Congo Hemorrhagic Fever Viruses, Mali. Emerg. Infect. Dis., 2019, vol. 25, no. 5, pp. 999–1002. doi: 10.3201/eid2505.181047
  20. Bothra A., Maheswari A., Singh M., Pawar M., Jodhani K. Cutaneous manifestations of viral outbreaks. Australas. J. Dermatol., 2021, vol. 62, no. 1, pp. 27–36. doi: 10.1111/ajd.13421
  21. Boisen M.L., Hartnett J.N., Shaffer J.G., Goba A., Momoh M., Sandi J.D., Fullah M., Nelson D.K.S., Bush D.J., Rowland M.M., Heinrich M.L., Koval A.P., Cross R.W., Barnes K.G., Lachenauer A.E., Lin A.E., Nekoui M., Kotliar D., Winnicki S.M., Siddle K.J., Gbakie M., Fonnie M., Koroma V.J., Kanneh L., Kulakosky P.C., Hastie K.M., Wilson R.B., Andersen K.G., Folarin O.O., Happi C.T., Sabeti P.C., Geisbert T.W., Saphire E.O., Khan S.H., Grant D.S., Schieffelin J.S., Branco L.M., Garry R.F. Field validation of recombinant antigen immunoassays for diagnosis of Lassa fever. Sci. Rep., 2018, vol. 8: 5939. doi: 10.1038/s41598-018-24246-w
  22. Bowen M.D., Rollin P.E., Ksiazek T.G., Hustad H.L., Bausch D.G., Demby A.H., Bajani M.D., Peters C.J., Nichol S.T. Genetic diversity among Lassa virus strains. J. Virol., 2000, vol. 74, no. 15, pp. 6992–7004. doi: 10.1128/jvi.74.15.6992-7004.2000
  23. Branco L.M., Grove J.N., Boisen M.L., Shaffer J.G., Goba A., Fullah M., Momoh M., Grant D.S., Garry R.F. Emerging trends in Lassa fever: redefining the role of immunoglobulin M and inflammation in diagnosing acute infection. J. Virol., 2011, no. 8: 478. doi: 10.1186/1743-422X-8-478.
  24. Buckley S.M., Casals J. Lassa fever, a new virus disease of man from West Africa. 3. Isolation and characterization of the virus. Am. J. Trop. Med. Hyg., 1970, vol. 19, no. 4, pp. 680–691. doi: 10.4269/ajtmh.1970.19.680
  25. Carrillo-Bustamante P., Nguyen T.H.T., Oestereich L., Günther S., Guedj J., Graw F. Determining Ribavirin’s mechanism of action against Lassa virus infection. Sci. Rep., 2017, vol. 7, no. 1: 11693. doi: 10.1038/s41598-017-10198-0
  26. Crowcroft N.S., Meltzer M., Evans M., Shetty N., Maguire H., Bahl M., Gair R., Brink N., Lockwood D., Gregor S., Jones J., Nicoll A., Gopal R., Brown D., Bannister B. The public health response to a case of Lassa fever in London in 2000. J. Infect., 2004, vol. 48, no. 3, pp. 221–228. doi: 10.1016/j.jinf.2003.11.009
  27. Dedkov V.G., Magassouba N., Safonova M.V., Naydenova E.V., Ayginin A.A., Soropogui B., Kourouma F., Camara A.B., Camara J., Kritzkiy A.A., Tuchkov I.V., Shchelkanov M.Y., Maleev V.V. Development and evaluation of a one-step quantitative RT-PCR assay for detection of Lassa Virus. J. Virol. Methods., 2019, no. 271: 113674. doi: 10.1016/j.jviromet.2019.113674
  28. Demby A.H., Chamberlain J., Brown D.W., Clegg C.S. Early diagnosis of Lassa fever by reverse transcription-PCR. J. Clin. Microbiol., 1994, vol. 32, no. 12, pp. 2898–2903. doi: 10.1128/JCM.32.12.2898-2903.1994.
  29. Drosten C., Göttig S., Schilling S., Asper M., Panning M., Schmitz H., Günther S. Rapid detection and quantification of RNA of Ebola and Marburg viruses, Lassa virus, Crimean-Congo hemorrhagic fever virus, Rift Valley fever virus, dengue virus, and yellow fever virus by real-time reverse transcription-PCR. J. Clin. Microbiol., 2002, vol. 40, no. 7, pp. 2323–2330. doi: 10.1128/jcm.40.7.2323-2330.2002.
  30. Drosten C., Kummerer B.M., Schmitz H., Gunther S. Molecular diagnostics of viral hemorrhagic fevers. Antiviral. Res., 2003, no. 57, pp. 61–87. doi: 10.1016/S0166-3542(02)00201-2
  31. Eichler R., Lenz O., Strecker T., Eickmann M., Klenk H.D., Garten W. Identification of Lassa virus glycoprotein signal peptide as a trans-acting maturation factor. EMBO Rep., 2003, vol. 4, no. 11, pp. 1084–1088. doi: 10.1038/sj.embor.embor7400002
  32. Elliott L.H., McCormick J.B., Johnson K.M. Inactivation of Lassa, Marburg, and Ebola viruses by gamma irradiation. J. Clin. Microbiol., 1982, no. 16, pp. 704–708.
  33. El Mekki A.A., van der Groen G. A comparison of indirect immunofluorescence and electron microscopy for the diagnosis of some haemorrhagic viruses in cell cultures. J. Virol. Methods, 1981, vol. 3, no. 2, pp. 61–69. doi: 10.1016/0166-0934(81)90002-1
  34. Feng Y., Zhang Y., Ying C., Wang D., Du C. Nanopore-based fourth-generation DNA sequencing technology. Genomics Proteomics Bioinformatics, 2015, vol. 13, no. 1, pp. 4–16. doi: 10.1016/j.gpb.2015.01.009.
  35. Fernandez-Montero J.V., Soriano V., Barreiro P., de Mendoza C., Artacho M.А. Coronavirus and other airborne agents with pandemic potential. Curr. Opin. Environ. Sci. Health., 2020, vol. 17, pp. 41–48. doi: 10.1016/j.coesh.2020.09.001
  36. Gabriel M., Adomeh D.I., Ehimuan J., Oyakhilome J., Omomoh E.O., Ighodalo Y., Olokor T., Bonney K., Pahlmann M., Emmerich P., Lelke M., Brunotte L., Ölschläger S., Thomé-Bolduan C., Becker-Ziaja B., Busch C., Odia I., Ogbaini-Emovon E., Okokhere P.O., Okogbenin S.A., Akpede G.O., Schmitz H., Asogun D.A., Günther S. Development and evaluation of antibody-capture immunoassays for detection of Lassa virus nucleoprotein-specific immunoglobulin M and G. PLoS Negl. Trop. Dis., 2018, vol. 12: e0006361. doi: 10.1371/journal.pntd.0006361
  37. Ghasemnejad-Berenji M., Pashapour S. Favipiravir and COVID-19: a simplified summary. Drug Res. (Stuttg.), 2021, vol. 71, no. 3, pp. 166–170. doi: 10.1055/a-1296-7935
  38. Guo H., Sun S., Yang Z., Tang X., Wang Y. Strategies for ribavirin prodrugs and delivery systems for reducing the side-effect hemolysis and enhancing their therapeutic effect. J. Control Release, 2015, no. 209, pp. 27–36. doi: 10.1016/j.jconrel.2015.04.016
  39. Gupta M., Aggarwal M., Bhari N. Acneiform eruptions: an unusual dermatological side effect of ribavirin. Dermatol. Ther., 2018, vol. 31, no. 5: e12679. doi: 10.1111/dth.12679
  40. Haas W.H., Breuer T., Pfaff G., Schmitz H., Köhler P., Asper M., Emmerich P., Drosten C., Gölnitz U., Fleischer K., Günther S. Imported Lassa fever in Germany: surveillance and management of contact persons. Clin. Infect. Dis., 2003, vol. 36, no. 10, pp. 1254–1258. doi: 10.1086/374853
  41. Happi A.N., Happi C.T., Schoepp R.J. Lassa fever diagnostics: past, present, and future. Curr. Opin. Virol., 2019, vol. 37, pp. 132–138. doi: 10.1016/j.coviro.2019.08.002
  42. Hulseberg C.E., Fénéant L., Szymańska-de Wijs K.M., Kessler N.P., Nelson E.A., Shoemaker C.J., Schmaljohn C.S., Polyak S.J., White J.M. Arbidol and other low-molecular-weight drugs that inhibit Lassa and Ebola viruses. J. Virol., 2019, vol. 93, no. 8: e02185-18. doi: 10.1128/JVI.02185-18.15
  43. Jahrling P.B. Protection of Lassa virus-infected guinea pigs with Lassa-immune plasma of guinea pig, primate, and human origin. J. Med. Virol., 1983, no. 12, pp. 93–102. doi: 10.1002/jmv.1890120203
  44. Jahrling P.B., Niklasson B.S., McCormick J.B. Early diagnosis of human Lassa fever by ELISA detection of antigen and antibody. Lancet, 1985, vol. 1, no. 8423, pp. 250–252. doi: 10.1016/s0140-6736(85)91029-3
  45. Jahrling P.B., Peters C.J. Passive antibody therapy of Lassa fever in cynomolgus monkeys: importance of neutralizing antibody and Lassa virus strain. Infect. Immun., 1984, vol. 44, no. 2, pp. 528–533.
  46. Johnson D.M., Cubitt B., Pfeffer T.L., de la Torre J.C., Lukashevich I.S. Lassa virus vaccine candidate ML29 generates truncated viral RNAs which contribute to interfering activity and attenuation. Viruses, 2021, vol. 13, no. 2: 214. doi: 10.3390/v13020214
  47. Johnson K.M., McCormick J.B., Webb P.A., Smith E.S., Elliott L.H., King I.J. Clinical virology of Lassa fever in hospitalized patients. J. Infect. Dis., 1987, no. 155, pp. 456–464. doi: 10.1093/infdis/155.3.456
  48. Knobloch J., McCormick J.B., Webb P.A., Dietrich M., Schumacher H.H., Dennis E. Clinical observations in 42 patients with Lassa fever. Tropenmed. Parasitol., 1980, vol. 31, no. 4. pp. 389–398.
  49. Kofman A., Choi M.J., Rollin P.E. Lassa fever in travelers from West Africa, 1969–2016. Emerg. Infect. Dis., 2019, vol. 25, no. 2, pp. 245–248. doi: 10.3201/eid2502.180836
  50. Ibekwe T.S., Nwegbu M.M., Asogun D., Adomeh D.I., Okokhere P.O. The sensitivity and specificity of Lassa virus IgM by ELISA as screening tool at early phase of Lassa fever infection. Niger Med. J., 2012, vol. 53, pp. 196–199.
  51. Ibukun F.I. Inter-lineage variation of Lassa virus glycoprotein epitopes: a challenge to Lassa virus vaccine development. Viruses, 2020, vol. 12, no. 4: 386. doi: 10.3390/v12040386
  52. Lehmann C., Kochanek M., Abdulla D., Becker S., Böll B., Bunte A., Cadar D., Dormann A., Eickmann M., Emmerich P., Feldt T., Frank C., Fries J., Gabriel M., Goetsch U., Gottschalk R., Günther S., Hallek M., Häussinger D., Herzog C., Jensen B., Kolibay F., Krakau M., Langebartels G., Rieger T., Schaade L., Schmidt-Chanasit J., Schömig E., Schüttfort G., Shimabukuro-Vornhagen A., von Bergwelt-Baildon M., Wieland U., Wiesmüller G., Wolf T., Fätkenheuer G. Control measures following a case of imported Lassa fever from Togo, North Rhine Westphalia, Germany, 2016. Euro Surveill., 2017, vol. 22, no. 39: 17-00088. doi: 10.2807/1560-7917.ES.2017.22.39.17-00088
  53. Liu Y., Guo J., Cao J., Zhang G., Jia X., Wang P., Xiao G., Wang W. Screening of botanical drugs against Lassa virus entry. J. Virol., 2021, vol. 95, no. 8: e02429-20. doi: 10.1128/JVI.02429-20
  54. Lotfi M., Hamblin M.R., Rezaei N. COVID-19: Transmission, prevention, and potential therapeutic opportunities. Clin. Chim. Acta, 2020, vol. 508, pp. 254–266. doi: 10.1016/j.cca.2020.05.044
  55. Lunkenheimer K., Hufert F.T., Schmitz H. Detection of Lassa virus RNA in specimens from patients with Lassa fever by using the polymerase chain reaction. J. Clin. Microbiol., 1990, vol. 28, no. 12, pp. 2689–2692. doi: 10.1128/JCM.28.12.2689-2692.1990
  56. McCormick J.B., King I.J., Webb P.A., Scribner C.L., Craven R.B., Johnson K.M., Elliott L.H., Belmont-Williams R. Lassa fever. Effective therapy with ribavirin. N. Engl. J. Med., 1986, vol. 314, no. 1, pp. 20–26. doi: 10.1056/NEJM198601023140104
  57. Mire C.E., Cross R.W., Geisbert J.B., Borisevich V., Agans K.N., Deer D.J., Heinrich M.L., Rowland M.M., Goba A., Momoh M., Boisen M.L., Grant D.S., Fullah M., Khan S.H., Fenton K.A., Robinson J.E., Branco L.M., Garry R.F., Geisbert T.W. Human-monoclonal-antibody therapy protects nonhuman primates against advanced Lassa fever. Nat. Med., 2017, vol. 23, no. 10, pp. 1146–1149. doi: 10.1038/nm.4396
  58. Murphy F.A., Webb P.A., Johnson K.M., Whitfield S.G., Chappell W.A. Arenoviruses in Vero cells: ultrastructural studies. J. Virol., 1970, vol. 6, no. 4, pp. 507–518.
  59. Nguyen T.H., Guedj J., Anglaret X., Laouénan C., Madelain V., Taburet A.M., Baize S., Sissoko D., Pastorino B., Rodallec A., Piorkowski G., Carazo S., Conde M.N., Gala J.L., Bore J.A., Carbonnelle C., Jacquot F., Raoul H., Malvy D., de Lamballerie X., Mentré F.; JIKI study group. Favipiravir pharmacokinetics in Ebola-infected patients of the JIKI trial reveals concentrations lower than targeted. PLoS Negl. Trop. Dis., 2017, vol. 11, no. 2: e0005389. doi: 10.1371/journal.pntd.0005389
  60. Nikisins S., Rieger T., Patel P., Muller R., Gunther S., Niedrig M. International external quality assessment study for molecular detection of Lassa virus. PLoS Negl. Trop. Dis., 2015, vol. 9, no. 5: e0003793.
  61. Niklasson B.S., Jahrling P.B., Peters C.J. Detection of Lassa virus antigens and Lassa virus specific immunoglobulins G and M by enzyme-linked immunosorbent assay. J. Clin. Microbiol., 1984, no. 20, pp. 239–244.
  62. Oestereich L., Rieger T., Lüdtke A., Ruibal P., Wurr S., Pallasch E., Bockholt S., Krasemann S., Muñoz-Fontela C., Günther S. Efficacy of Favipiravir alone and in combination with Ribavirin in a lethal, immunocompetent mouse model of Lassa fever. J. Infect. Dis., 2016, vol. 213, no. 6, pp. 934–938. doi: 10.1093/infdis/jiv522
  63. O’Hearn A.E., Voorhees M.A., Fetterer D.P., Wauquier N., Coomber M.R., Bangura J., Fair J.N., Gonzalez J.P., Schoepp R.J. Serosurveillance of viral pathogens circulating in West Africa. J. Virol., 2016, vol. 13, no. 1: 163. doi: 10.1186/s12985-016-0621-4
  64. Olschläger S., Lelke M., Emmerich P., Panning M., Drosten C., Hass M., Asogun D., Ehichioya D., Omilabu S., Günther S. Improved detection of Lassa virus by reverse transcription-PCR targeting the 5’ region of S RNA. J. Clin. Microbiol., 2010, vol. 48, no. 6, pp. 2009–2013. doi: 10.1128/JCM.02351-09
  65. Purushotham J., Lambe T., Gilbert S.C. Vaccine platforms for the prevention of Lassa fever. Immunol. Lett., 2019, no. 215, pp. 1–11. doi: 10.1016/j.imlet.2019.03.008
  66. Raabe V., Koehler J. Laboratory Diagnosis of Lassa Fever. J. Clin. Microbiol., 2017, vol. 55, no. 6, pp. 1629–1637. doi: 10.1128/JCM.00170-17
  67. Raabe V.N., Kann G., Ribner B.S., Morales A., Varkey J.B., Mehta A.K., Lyon G.M., Vanairsdale S., Faber K., Becker S., Eickmann M., Strecker T., Brown S., Patel K., De Leuw P., Schuettfort G., Stephan C., Rabenau H., Klena J.D., Rollin P.E., McElroy A., Ströher U., Nichol S., Kraft C.S., Wolf T.; Emory Serious Communicable Diseases Unit. Favipiravir and ribavirin treatment of epidemiologically linked cases of Lassa fever. Clin. Infect. Dis., 2017, vol. 65, no. 5, pp. 855–859. doi: 10.1093/cid/cix40
  68. Report World Health Organization. WHO coronavirus disease (COVID-19) dashboard. URL: https://www.who.int/emergencies/diseases/novel-coronavirus-2019 (06.10.2021)
  69. Robinson J.E., Hastie K.M., Cross R.W., Yenni R.E., Elliott D.H., Rouelle J.A., Kannadka C.B., Smira A.A., Garry C.E., Bradley B.T., Yu H., Shaffer J.G., Boisen M.L., Hartnett J.N., Zandonatti M.A., Rowland M.M., Heinrich M.L., Martínez-Sobrido L., Cheng B., de la Torre J.C., Andersen K.G., Goba A., Momoh M., Fullah M., Gbakie M., Kanneh L., Koroma V.J., Fonnie R., Jalloh S.C., Kargbo B., Vandi M.A., Gbetuwa M., Ikponmwosa O., Asogun D.A., Okokhere P.O., Follarin O.A., Schieffelin J.S., Pitts K.R., Geisbert J.B., Kulakoski P.C., Wilson R.B., Happi C.T., Sabeti P.C., Gevao S.M., Khan S.H., Grant D.S., Geisbert T.W., Saphire E.O., Branco L.M., Garry R.F. Most neutralizing human monoclonal antibodies target novel epitopes requiring both Lassa virus glycoprotein subunits. Nat. Commun., 2016, no. 7: 11544. doi: 10.1038/ncomms11544
  70. Russmann S., Grattagliano I., Portincasa P., Palmieri V.O., Palasciano G. Ribavirin-induced anemia: mechanisms, risk factors and related targets for future research. Curr. Med. Chem., 2006, vol. 13, no. 27, pp. 3351–3357. doi: 10.2174/092986706778773059
  71. Ruo S.L., Mitchell S.W., Kiley M.P., Roumillat L.F., Fisher-Hoch S.P., McCormick J.B. Antigenic relatedness between arenaviruses defined at the epitope level by monoclonal antibodies. J. Gen. Virol., 1991, vol. 72, no. 3, pp. 549–555. doi: 10.1099/0022-1317-72-3-549.
  72. Sakurai Y., Kolokoltsov A.A., Chen C.C., Tidwell M.W., Bauta W.E., Klugbauer N., Grimm C., Wahl-Schott C., Biel M., Davey R.A. Ebola virus. Two-pore channels control Ebola virus host cell entry and are drug targets for disease treatment. Science, 2015, no. 347, pp. 995–998. doi: 10.1126/science.1258758
  73. Safronetz D., Lopez J.E., Sogoba N., Traore S.F., Raffel S.J., Fischer E.R., Ebihara H., Branco L., Garry R.F., Schwan T.G., Feldmann H. Detection of Lassa virus, Mali. Emerg. Infect. Dis., 2010, vol. 16, no. 7, pp. 1123–1126. doi: 10.3201/eid1607.100146
  74. Saijo M., Georges-Courbot M.C., Marianneau P., Romanowski V., Fukushi S., Mizutani T., Georges A.J., Kurata T., Kurane I., Morikawa S. Development of recombinant nucleoprotein-based diagnostic systems for Lassa fever. Clin. Vaccine Immunol., 2007, vol. 14, no. 9, pp. 1182–1189. doi: 10.1128/CVI.00101-07
  75. Salam A.P., Cheng V., Edwards T., Olliaro P., Sterne J., Horby P. Time to reconsider the role of ribavirin in Lassa fever. PLoS Negl. Trop. Dis., 2021, vol. 15, no. 7: e0009522. doi: 10.1371/journal.pntd.0009522
  76. Satterly N.G., Voorhees M A., Ames A.D., Schoepp R.J. Comparison of MagPix assays and enzyme-linked immunosorbent assay for detection of hemorrhagic fever viruses. J. Clin. Microbiol., 2017, vol. 55, no. 1, pp. 68–78. doi: 10.1128/JCM.01693-16
  77. Takah N.F., Brangel P., Shrestha P., Peeling R. Sensitivity and specificity of diagnostic tests for Lassa fever: a systematic review. BMC Infect. Dis., 2019, vol. 19, no. 1: 647. doi: 10.1186/s12879-019-4242-6
  78. Tani H., Shuzo U. Arenavirus research and antiviral candidate. Uirusu, 2018, vol. 68, no. 1, pp. 51–62. doi: 10.2222/jsv.68.51
  79. Tang H., Abouleila Y., Mashaghi A. Lassa hemorrhagic shock syndrome-on-a-chip. Biotechnol. Bioeng., 2021, vol. 118, no. 3, pp. 1405–1410. doi: 10.1002/bit.27636
  80. Ter Meulen J., Koulemou K., Wittekindt T., Windisch K., Strigl S., Conde S., Schmitz H. Detection of Lassa virus antinucleoprotein immunoglobulin G (IgG) and IgM antibodies by a simple recombinant immunoblot assay for field use. J. Clin. Microbiol., 1998, vol. 36, pp. 3143–3148. URL: https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/9774554/
  81. Tomori O., Johnson K.M., Kiley M.P., Elliott L.H. Standardization of a plaque assay for Lassa virus. J. Med. Virol., 1987, vol. 22, no. 1, pp. 77–89. doi: 10.1002/jmv.1890220110
  82. Trombley A.R., Wachter L., Garrison J., Buckley-Beason V.A., Jahrling J., Hensley L.E., Schoepp R.J., Norwood D.A., Goba A., Fair J.N., Kulesh D.A. Comprehensive panel of real-time TaqMan polymerase chain reaction assays for detection and absolute quantification of filoviruses, arenaviruses, and New World hantaviruses. Am. J. Trop. Med. Hyg., 2010, vol. 82, no. 5, pp. 954–960. doi: 10.4269/ajtmh.2010.09-0636
  83. Troup J.M., White H.A., Fom A.L., Carey D.E. An outbreak of Lassa fever on the Jos plateau, Nigeria, in January-February 1970. A preliminary report. Am. J. Trop. Med. Hyg., 1970, vol. 19, no. 4, pp. 695–696. doi: 10.4269/ajtmh.1970.19.695
  84. Wang S., Liu Y., Guo J., Wang P., Zhang L., Xiao G., Wang W. Screening of FDA approved drugs for inhibitors of japanese encephalitis virus infection. J. Virol., 2017, vol. 91, no. 21: e01055-17. doi: 10.1128/JVI.01055-17
  85. Wang P., Liu Y., Zhang G., Wang S., Guo J., Cao J., Jia X., Zhang L., Xiao G., Wang W. Screening and identification of Lassa virus entry Inhibitors from an FDA-approved drug library. J. Virol., 2018, vol. 92, no. 16: e00954-18. doi: 10.1128/JVI.00954-18
  86. Wolkowicz T. The utility and perspectives of NGS-based methods in BSL-3 and BSL-4 laboratory — sequencing and analysis strategies. Brief Funct. Genomics, 2018, vol. 17, no. 6, pp. 471–476. doi: 10.1093/bfgp/elx033
  87. Wulff H., Johnson K.M. Immunoglobulin M and G responses measured by immunofluorescence in patients with Lassa or Marburg virus infections. Bull. World Health Organ., 1979, vol. 57, pp. 631–635. URL: https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/118812
  88. Zhang X., Yan F., Tang K., Chen Q., Guo J., Zhu W., He S., Banadyga L., Qiu X., Guo Y. Identification of a clinical compound losmapimod that blocks Lassa virus entry. Antiviral. Res., 2019, no. 167, pp. 68–77. doi: 10.1016/j.antiviral.2019.03.014
  89. Zhurilo N.I., Chudinov M.V., Matveev A.V., Smirnova O.S., Konstantinova I.D., Miroshnikov A.I., Prutkov A.N., Grebenkina L.E., Pulkova N.V., Shvets V.I. Isosteric ribavirin analogues: synthesis and antiviral activities. Bioorg. Med. Chem. Lett., 2018, vol. 28, no. 1, pp. 11–14. doi: 10.1016/j.bmcl.2017.11.029

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать

© Казачинская Е.И., Арипов В.С., Иванова А.В., Шестопалов А.М., 2022

Creative Commons License
Эта статья доступна по лицензии Creative Commons Attribution 4.0 International License.

Согласие на обработку персональных данных с помощью сервиса «Яндекс.Метрика»

1. Я (далее – «Пользователь» или «Субъект персональных данных»), осуществляя использование сайта https://journals.rcsi.science/ (далее – «Сайт»), подтверждая свою полную дееспособность даю согласие на обработку персональных данных с использованием средств автоматизации Оператору - федеральному государственному бюджетному учреждению «Российский центр научной информации» (РЦНИ), далее – «Оператор», расположенному по адресу: 119991, г. Москва, Ленинский просп., д.32А, со следующими условиями.

2. Категории обрабатываемых данных: файлы «cookies» (куки-файлы). Файлы «cookie» – это небольшой текстовый файл, который веб-сервер может хранить в браузере Пользователя. Данные файлы веб-сервер загружает на устройство Пользователя при посещении им Сайта. При каждом следующем посещении Пользователем Сайта «cookie» файлы отправляются на Сайт Оператора. Данные файлы позволяют Сайту распознавать устройство Пользователя. Содержимое такого файла может как относиться, так и не относиться к персональным данным, в зависимости от того, содержит ли такой файл персональные данные или содержит обезличенные технические данные.

3. Цель обработки персональных данных: анализ пользовательской активности с помощью сервиса «Яндекс.Метрика».

4. Категории субъектов персональных данных: все Пользователи Сайта, которые дали согласие на обработку файлов «cookie».

5. Способы обработки: сбор, запись, систематизация, накопление, хранение, уточнение (обновление, изменение), извлечение, использование, передача (доступ, предоставление), блокирование, удаление, уничтожение персональных данных.

6. Срок обработки и хранения: до получения от Субъекта персональных данных требования о прекращении обработки/отзыва согласия.

7. Способ отзыва: заявление об отзыве в письменном виде путём его направления на адрес электронной почты Оператора: info@rcsi.science или путем письменного обращения по юридическому адресу: 119991, г. Москва, Ленинский просп., д.32А

8. Субъект персональных данных вправе запретить своему оборудованию прием этих данных или ограничить прием этих данных. При отказе от получения таких данных или при ограничении приема данных некоторые функции Сайта могут работать некорректно. Субъект персональных данных обязуется сам настроить свое оборудование таким способом, чтобы оно обеспечивало адекватный его желаниям режим работы и уровень защиты данных файлов «cookie», Оператор не предоставляет технологических и правовых консультаций на темы подобного характера.

9. Порядок уничтожения персональных данных при достижении цели их обработки или при наступлении иных законных оснований определяется Оператором в соответствии с законодательством Российской Федерации.

10. Я согласен/согласна квалифицировать в качестве своей простой электронной подписи под настоящим Согласием и под Политикой обработки персональных данных выполнение мною следующего действия на сайте: https://journals.rcsi.science/ нажатие мною на интерфейсе с текстом: «Сайт использует сервис «Яндекс.Метрика» (который использует файлы «cookie») на элемент с текстом «Принять и продолжить».