Исследование молекулярного механизма усиления АТФазной активности бактериальной АТФ-синтазы детергентом LDAO
- Авторы: Бруман С.М.1, Зубарева В.М.1, Шугаева Т.Е.1, Лапашина А.С.1, Фенюк Б.А.1
-
Учреждения:
- Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова
- Выпуск: Том 90, № 3 (2025)
- Страницы: 414-429
- Раздел: Статьи
- URL: https://bakhtiniada.ru/0320-9725/article/view/294701
- DOI: https://doi.org/10.31857/S0320972525030066
- EDN: https://elibrary.ru/BKDKKR
- ID: 294701
Цитировать
Аннотация
Протонная FOF1-АТФ-синтаза катализирует реакцию образования АТФ из АДФ и неорганического фосфата, сопряжённую с трансмембранным транспортом ионов водорода за счёт энергии протон-движущей силы (pmf). При падении pmf направление реакции обращается, и АТФ-синтаза начинает создавать pmf, перенося протоны через мембрану за счёт гидролиза АТФ. В этом случае АТФазная активность FOF1-комплекса может подавляться за счёт неконкурентного ингибирования АДФ, а у ряда бактерий также за счёт конформационных изменений регуляторной субъединицы ε. Известно, что детергент лаурилдиметиламиноксид (LDAO) ослабляет оба этих ингибиторных механизма, и в его присутствии АТФазная активность фермента значительно увеличивается. По этой причине LDAO используется для полуколичественной оценки выраженности этих регуляторных механизмов у АТФ-синтаз из разных организмов. Однако на сегодняшний день место связывания LDAO с АТФ-синтазой неизвестно. Также не установлено, как именно связывание LDAO ослабляет АДФ-ингибирование и ингибирование субъединицей ε. Мы провели молекулярный докинг, результаты которого указывают на возможность связывания LDAO в каталитических центрах АТФ-синтазы, как не занятых нуклеотидами, так и содержащих нуклеотиды. Молекулярно-динамические симуляции показали, что присутствие LDAO может влиять на подвижность участка субъединицы β (остатки 404–415 в ферменте Escherichia coli), расположенного вблизи каталитического центра. Эксперименты на ферментах E. coli и Bacillus subtilis с мутацией в этом участке показали, что аминокислота в положении β409 E. coli и соответствующем ему положении β419 B. subtilis действительно оказывает некоторое влияние на степень активации фермента LDAO. Кроме того, было обнаружено, что в присутствии 100 мМ сульфата LDAO активирует фермент B. subtilis значительно сильнее, чем в среде без сульфата. Вероятной причиной этого является усиление АДФ-ингибирования фермента в присутствии сульфата.
Ключевые слова
Об авторах
С. М. Бруман
Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова
Email: feniouk@belozersky.msu.ru
факультет биоинженерии и биоинформатики
Россия, 119234 МоскваВ. М. Зубарева
Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова; Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова
Email: feniouk@belozersky.msu.ru
факультет биоинженерии и биоинформатики, НИИ физико-химической биологии имени А.Н. Белозерского
Россия, 119234 Москва; 119992 МоскваТ. Е. Шугаева
Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова
Email: feniouk@belozersky.msu.ru
факультет биоинженерии и биоинформатики
Россия, 119234 МоскваА. С. Лапашина
Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова; Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова
Email: feniouk@belozersky.msu.ru
факультет биоинженерии и биоинформатики, НИИ физико-химической биологии имени А.Н. Белозерского
Россия, 119234 Москва; 119992 МоскваБ. А. Фенюк
Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова; Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова
Автор, ответственный за переписку.
Email: feniouk@belozersky.msu.ru
факультет биоинженерии и биоинформатики, НИИ физико-химической биологии имени А.Н. Белозерского
Россия, 119234 Москва; 119992 МоскваСписок литературы
- Zubareva, V. M., Lapashina, A. S., Shugaeva, T. E., Litvin, A. V., and Feniouk, B. A. (2020) Rotary ion-translocating ATPases/ATP synthases: diversity, similarities, and differences, Biochemistry (Moscow), 85, 1613-1630, doi: 10.1134/S0006297920120135.
- Stewart, A. G., Laming, E. M., Sobti, M., and Stock, D. (2014) Rotary ATPases – dynamic molecular machines, Curr. Opin. Struct. Biol., 25, 40-48, doi: 10.1016/j.sbi.2013.11.013.
- Watanabe, R. (2013) Rotary catalysis of FOF1-ATP synthase, Biophysics, 9, 51-56, doi: 10.2142/biophysics.9.51.
- Junge, W., and Nelson, N. (2015) ATP synthase, Annu. Rev. Biochem., 84, 631-657, doi: 10.1146/annurev-biochem-060614-034124.
- Walker, J. E. (2013) The ATP synthase: the understood, the uncertain and the unknown, Biochem. Soc. Transact., 41, 1-16, doi: 10.1042/BST20110773.
- Feniouk, B. A., and Yoshida, M. (2008) Regulatory mechanisms of proton-translocating FOF1-ATP synthase, Results Problem Cell Differ., 45, 279-308, doi: 10.1007/400_2007_043.
- Lapashina, A. S., and Feniouk, B. A. (2018) ADP-inhibition of H+-FOF1-ATP synthase, Biochemistry (Moscow), 83, 1141-60, doi: 10.1134/S0006297918100012.
- Feniouk, B. A., Suzuki, T., and Yoshida, M. (2006) The role of subunit epsilon in the catalysis and regulation of FOF1-ATP synthase, Biochim. Biophys. Acta, 1757, 326-338, doi: 10.1016/j.bbabio.2006.03.022.
- Gledhill, J. R., Montgomery, M. G., Leslie, A. G. W., and Walker, J. E. (2007) How the regulatory protein, IF1, inhibits F1-ATPase from bovine mitochondria, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 104, 15671-15676, doi: 10.1073/pnas.0707326104.
- 10 Lötscher, H. R., deJong, C., and Capaldi, R. A. (1984) Interconversion of high and low adenosinetriphosphatase activity forms of Escherichia coli F1 by the detergent lauryldimethylamine oxide, Biochemistry, 23, 4140-4143, doi: 10.1021/bi00313a020.
- Dunn, S. D., Tozer, R. G., and Zadorozny, V. D. (1990) Activation of Escherichia coli F1-ATPase by lauryldimethylamine oxide and ethylene glycol: relationship of ATPase activity to the interaction of the epsilon and beta subunits, Biochemistry, 29, 4335-4340, doi: 10.1021/bi00470a011.
- Peskova, Y. B., and Nakamoto, R. K. (2000) Catalytic control and coupling efficiency of the Escherichia coli FoF1 ATP synthase: influence of the Fo sector and epsilon subunit on the catalytic transition state, Biochemistry, 39, 11830-11836, doi: 10.1021/bi0013694.
- Paik, S. R., Yokoyama, K., Yoshida, M., Ohta, T., Kagawa, Y., and Allison, W. S. (1993) The TF1-ATPase and ATPase activities of assembled α3β3, α3β3δ, and α3β3ε complexes are stimulated by low and inhibited by high concentrations of rhodamine 6G whereas the dye only inhibits the α3β3, and α3β3δ complexes, J. Bioenerg. Biomembr., 25, 679-684, doi: 10.1007/BF00770254.
- Paik, S. R., Jault, J.-M., and Allison, W. S. (1994) Inhibition and inactivation of the F1 adenosinetriphosphatase from Bacillus PS3 by dequalinum and activation of the enzyme by lauryl dimethylamine oxide, Biochemistry, 33, 126-133, doi: 10.1021/bi00167a016.
- Jault, J. M., Matsui, T., Jault, F. M., Kaibara, C., Muneyuki, E., et al. (1995) The alpha3beta3 gamma complex of the F1-ATPase from thermophilic Bacillus PS3 containing the alpha D261N substitution fails to dissociate inhibitory MgADP from a catalytic site when ATP binds to noncatalytic sites, Biochemistry, 34, 16412-16418, doi: 10.1021/bi00050a023.
- Montero-Lomeli, M., and Dreyfus, G. (1987) Activation of Mg-ATP hydrolysis in isolated Rhodospirillum rubrum H+-ATPase, Arch. Biochem. Biophys., 257, 345-351, doi: 10.1016/0003-9861(87)90575-3.
- Jault, J.-M., Dou, C., Grodsky, N. B., Matsui, T., Yoshida, M., and Allison, W. S. (1996) The α3β3 subcomplex of the F1-ATPase from the Thermophilic bacillus PS3 with the βT165S substitution does not entrap inhibitory MgADP in a catalytic site during turnover, J. Biol. Chem., 271, 28818-28824, doi: 10.1074/jbc.271.46.28818.
- Hirono-Hara, Y., Noji, H., Nishiura, M., Muneyuki, E., Hara, K. Y., Yasuda, R., et al. (2001) Pause and rotation of F1-ATPase during catalysis, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 98, 13649-13654, doi: 10.1073/pnas.241365698.
- Lapashina, A. S., Kashko, N. D., Zubareva, V. M., Galkina, K. V., Markova, O. V., Knorre, D. A., Feniouk, B. A. (2022) Attenuated ADP-inhibition of FOF1 ATPase mitigates manifestations of mitochondrial dysfunction in yeast, Biochim. Biophys. Acta Bioenerg., 1863, 148544, doi: 10.1016/j.bbabio.2022.148544.
- Trott, O., and Olson, A. J. (2010) AutoDock Vina: improving the speed and accuracy of docking with a new scoring function, efficient optimization, and multithreading, J. Computat. Chem., 31, 455-461, doi: 10.1002/jcc.21334.
- Guo, H., Suzuki, T., and Rubinstein, J. L. (2019) Structure of a bacterial ATP synthase, eLife, 8, e43128, doi: 10.7554/eLife.43128.
- Ferguson, S. A., Cook, G. M., Montgomery, M. G., Leslie, A. G. W., and Walker, J. E. (2016) Regulation of the thermoalkaliphilic F1-ATPase from Caldalkalibacillus thermarum, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 113, 10860-10865, doi: 10.1073/pnas.1612035113.
- Hahn, A., Vonck, J., Mills, D. J., Meier, T., and Kühlbrandt, W. (2018) Structure, mechanism, and regulation of the chloroplast ATP synthase, Science, 360, eaat4318, doi: 10.1126/science.aat4318.
- Gibbons, C., Montgomery, M. G., Leslie, A. G., and Walker, J. E. (2000) The structure of the central stalk in bovine F1-ATPase at 2.4 A resolution, Nat. Struct. Biol., 7, 1055-1061, doi: 10.1038/80981.
- Korb, O., Stützle, T., and Exner, T. E. (2009) Empirical scoring functions for advanced protein-ligand docking with plants, J. Chem. Inform. Model., 49, 84-96, doi: 10.1021/ci800298z.
- Doerr, S., Harvey, M. J., Noé, F., and De Fabritiis, G. (2016) HTMD: high-throughput molecular dynamics for molecular discovery, J. Chem. Theory Computat., 12, 1845-1852, doi: 10.1021/acs.jctc.6b00049.
- Tian, C., Kasavajhala, K., Belfon, K. A. A., Raguette, L., Huang, H., Migues, A. N., et al. (2020) ff19SB: amino-acid-specific protein backbone parameters trained against quantum mechanics energy surfaces in solution, J. Chem. Theory Computat., 16, 528-552, doi: 10.1021/acs.jctc.9b00591.
- Andrio, P., Hospital, A., Conejero, J., Jordá, L., Del Pino, M., Codo, L., et al. (2019) BioExcel Building Blocks, a software library for interoperable biomolecular simulation workflows, Sci. Data, 6, 169, doi: 10.1038/s41597-019-0177-4.
- Sousa da Silva, A. W., and Vranken, W. F. (2012) ACPYPE – AnteChamber PYthon Parser interface, BMC Res. Notes, 5, 367, doi: 10.1186/1756-0500-5-367.
- Scherer, M. K., Trendelkamp-Schroer, B., Paul, F., Pérez-Hernández, G., Hoffmann, M., Plattner, N., et al. (2015) PyEMMA 2: a software package for estimation, validation, and analysis of Markov models, J. Chem. Theory Computat., 11, 5525-5542, doi: 10.1021/acs.jctc.5b00743.
- Schrödinger, L., and DeLano, W. (2020) PyMOL, URL: http://www.pymol.org/pymol.
- Lapashina, A. S., Prikhodko, A. S., Shugaeva, T. E., and Feniouk, B. A. (2019) Residue 249 in subunit beta regulates ADP inhibition and its phosphate modulation in Escherichia coli ATP synthase, Biochim. Biophys. Acta Bioenerg., 1860, 181-188, doi: 10.1016/j.bbabio.2018.12.003.
- Ishmukhametov, R. R., Galkin, M. A., and Vik, S. B. (2005) Ultrafast purification and reconstitution of His-tagged cysteine-less Escherichia coli F1Fo ATP synthase, Biochim. Biophys. Acta, 1706, 110-116, doi: 10.1016/j.bbabio.2004.09.012.
- Suzuki, T., Ozaki, Y., Sone, N., Feniouk, B. A., and Yoshida, M. (2007) The product of uncI gene in F1Fo-ATP synthase operon plays a chaperone-like role to assist c-ring assembly, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 104, 20776-20781, doi: 10.1073/pnas.0708075105.
- Feniouk, B. A., Suzuki, T., and Yoshida, M. (2007) Regulatory interplay between proton motive force, ADP, phosphate, and subunit epsilon in bacterial ATP synthase, J. Biol. Chem., 282, 764-772, doi: 10.1074/jbc.M606321200.
- Doerr, S., and De Fabritiis, G. (2014) On-the-fly learning and sampling of ligand binding by high-throughput molecular simulations, J. Chem. Theory Computat., 10, 2064-2069, doi: 10.1021/ct400919u.
- Hruska, E., Abella, J. R., Nüske, F., Kavraki, L. E., and Clementi, C. (2018) Quantitative comparison of adaptive sampling methods for protein dynamics, J. Chem. Phys., 149, 244119, doi: 10.1063/1.5053582.
- Prinz, J.-H., Wu, H., Sarich, M., Keller, B., Senne, M., Held, M., et al. (2011) Markov models of molecular kinetics: generation and validation, J. Chem. Phys., 134, 174105, doi: 10.1063/1.3565032.
- Mizumoto, J., Kikuchi, Y., Nakanishi, Y.-H., Mouri, N., Cai, A., Ohta, T., et al. (2013) ε subunit of Bacillus subtilis F1-ATPase relieves MgADP inhibition, PLoS One, 8, e73888, doi: 10.1371/journal.pone.0073888.
- Sternweis, P. C., and Smith, J. B. (1980) Characterization of the inhibitory (ε) subunit of the proton-translocating adenosine triphosphatase from Escherichia coli, Biochemistry, 19, 526-531, doi: 10.1021/bi00544a021.
- Fischer, S., Graber, P., and Turina, P. (2000) The activity of the ATP synthase from Escherichia coli is regulated by the transmembrane proton motive force, J. Biol. Chem., 275, 30157-30162, doi: 10.1074/jbc.M004135200.
- Vasilyeva, E. A., Minkov, I. B., Fitin, A. F., and Vinogradov, A. D. (1982) Kinetic mechanism of mitochondrial adenosine triphosphatase. Inhibition by azide and activation by sulphite, Biochem. J., 202, 15-23, doi: 10.1042/bj2020015.
- Larson, E. M., Umbach, A., and Jagendorf, A. T. (1989) Sulfite-stimulated release of [3H]ADP bound to chloroplast thylakoid ATPase, Biochim. Biophys. Acta, 973, 78-85, doi: 10.1016/S0005-2728(89)80405-0.
- Jarman, O. D., Biner, O., and Hirst, J. (2021) Regulation of ATP hydrolysis by the ε subunit, ζ subunit and Mg-ADP in the ATP synthase of Paracoccus denitrificans, Biochim. Biophys. Acta Bioenerg., 1862, 148355, doi: 10.1016/j.bbabio.2020.148355.
- Dunn, S. D., Zadorozny, V. D., Tozer, R. G., and Orr, L. E. (1987) Epsilon subunit of Escherichia coli F1-ATPase: effects on affinity for aurovertin and inhibition of product release in unisite ATP hydrolysis, Biochemistry, 26, 4488-4493, doi: 10.1021/bi00388a047.
- Shah, N. B., Hutcheon, M. L., Haarer, B. K., and Duncan, T. M. (2013) F1-ATPase of Escherichia coli: the epsilon-inhibited state forms after ATP hydrolysis, is distinct from the ADP-inhibited state, and responds dynamically to catalytic site ligands, J. Biol. Chem., 288, 9383-9395, doi: 10.1074/jbc.M113.451583.
- Milgrom, Y. M., and Duncan, T. M. (2020) F-ATP-ase of Escherichia coli membranes: The ubiquitous MgADP-inhibited state and the inhibited state induced by the ε-subunit’s C-terminal domain are mutually exclusive, Biochim. Biophys. Acta Bioenerg., 1861, 148189, doi: 10.1016/j.bbabio.2020.148189.
- Kato-Yamada, Y. (2005) Isolated epsilon subunit of Bacillus subtilis F1-ATPase binds ATP, FEBS Lett., 579, 6875-6878, doi: 10.1016/j.febslet.2005.11.036.
- Ishikawa, T., and Kato-Yamada, Y. (2014) Severe MgADP inhibition of Bacillus subtilis F1-ATPase is not due to the absence of nucleotide binding to the noncatalytic nucleotide binding sites, PLoS One, 9, 1-5, doi: 10.1371/journal.pone.0107197.
- Akanuma, G., Tagana, T., Sawada, M., Suzuki, S., Shimada, T., Tanaka, K., et al. (2019) C-terminal regulatory domain of the ε subunit of FoF1 ATP synthase enhances the ATP-dependent H+ pumping that is involved in the maintenance of cellular membrane potential in Bacillus subtilis, MicrobiologyOpen, 8, e00815, doi: 10.1002/mbo3.815.
Дополнительные файлы
