РНК-Редактирование аденозиндезаминазами ADAR в клеточных моделях болезней экспансии CAG-повторов: значимый эффект дифференцировки из стволовых клеток в органоиды мозга при отсутствии существенного влияния числа повторов на уровень редактирования

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Только для подписчиков

Аннотация

Экспансия CAG-повторов в некоторых генах представляет собой установленную причину нескольких нейродегенеративных заболеваний, механизм патогенеза которых при этом остается неясным. Предполагается, что двухцепочечные регионы РНК, формируемые CAG-повторами, имеют токсические для клетки свойства. В работе проверяется гипотеза, согласно которой такие регионы РНК гипотетически могут отвлекать на себя ферменты редактирования РНК ADAR, тем самым снижая A→I редактирование РНК в клетке, что приводит к активации интерферонового ответа. Исследовали индуцированные плюрипотентные стволовые клетки (ИПСК), полученные из фибробластов пациентов, страдающих болезнью Гентингтона или атаксией типа 17, и дифференцированные из них органоиды среднего мозга. Для оценки редактирования в выбранных участках РНК разработали таргетную панель для секвенирования нового поколения. Дифференцировка ИПСК в органоиды мозга сопровождалась повышением экспрессии гена, кодирующего ADAR2, при снижении экспрессии белков-ингибиторов редактирования РНК. Как следствие, отмечали рост редактирования соответствующих субстратов ADAR2, тем самым имея возможность идентифицировать дифференциальные субстраты изоформ ADAR. При этом на уровне ИПСК сравнение групп патологии и контроля не выявило различий по уровню редактирования. В органоидах мозга, содержащих 42–46 CAG-повторов, также не наблюдали глобальных изменений. Однако органоиды мозга в образце, характеризуемом наибольшим количеством CAG-повторов в гене гентингтина (76), выделялись резким снижением уровня редактирования РНК отдельных транскриптов, в редактировании которых, предположительно, участвует ADAR1. В частности, в этом образце практически отсутствовало редактирование длинной некодирующей РНК PWAR5. В итоге показано, что в большинстве культур с экспансией повторов гипотеза о ее влиянии на редактирование РНК не подтвердилась.

Полный текст

Доступ закрыт

Об авторах

В. В. Кудрявский

Российский национальный исследовательский медицинский университет им. Н.И. Пирогова Минздрава России; Федеральный научно-клинический центр физико-химической медицины имени академика Ю.М. Лопухина ФМБА России

Автор, ответственный за переписку.
Email: wkudriavskii@gmail.com
Россия, 117997 Москва; 119435 Москва

А. О. Гончаров

Российский национальный исследовательский медицинский университет им. Н.И. Пирогова Минздрава России; Федеральный научно-клинический центр физико-химической медицины имени академика Ю.М. Лопухина ФМБА России

Email: wkudriavskii@gmail.com
Россия, 117997 Москва; 119435 Москва

А. В. Еремеев

Федеральный научно-клинический центр физико-химической медицины имени академика Ю.М. Лопухина ФМБА России

Email: wkudriavskii@gmail.com
Россия, 119435 Москва

Е. С. Ручко

Федеральный научно-клинический центр физико-химической медицины имени академика Ю.М. Лопухина ФМБА России

Email: wkudriavskii@gmail.com
Россия, 119435 Москва

В. А. Веселовский

Федеральный научно-клинический центр физико-химической медицины имени академика Ю.М. Лопухина ФМБА России

Email: wkudriavskii@gmail.com
Россия, 119435 Москва

К. М. Климина

Федеральный научно-клинический центр физико-химической медицины имени академика Ю.М. Лопухина ФМБА России

Email: wkudriavskii@gmail.com
Россия, 119435 Москва

А. Н. Богомазова

Федеральный научно-клинический центр физико-химической медицины имени академика Ю.М. Лопухина ФМБА России

Email: wkudriavskii@gmail.com
Россия, 119435 Москва

М. А. Лагарькова

Федеральный научно-клинический центр физико-химической медицины имени академика Ю.М. Лопухина ФМБА России

Email: wkudriavskii@gmail.com
Россия, 119435 Москва

С. А. Мошковский

Российский национальный исследовательский медицинский университет им. Н.И. Пирогова Минздрава России; Федеральный научно-клинический центр физико-химической медицины имени академика Ю.М. Лопухина ФМБА России

Email: moshrffi@gmail.com
Россия, 117997 Москва; 119435 Москва

А. А. Ключникова

Российский национальный исследовательский медицинский университет им. Н.И. Пирогова Минздрава России; Федеральный научно-клинический центр физико-химической медицины имени академика Ю.М. Лопухина ФМБА России; НИИ биомедицинской химии имени В.Н. Ореховича

Email: wkudriavskii@gmail.com
Россия, 117997 Москва; 119435 Москва; 119121 Москва

Список литературы

  1. Saudou, F., and Humbert, S. (2016) The biology of huntingtin, Neuron, 89, 910-926, https://doi.org/10.1016/j.neuron.2016.02.003.
  2. Bogomazova, A. N., Eremeev, A. V., Pozmogova, G. E., and Lagarkova, M. A. (2019) The role of mutant RNA in the pathogenesis of Huntington’s disease and other polyglutamine diseases, Mol. Biol. (Mosk), 53, 954-967, https://doi.org/10.1134/S0026893319060037.
  3. Walker, F. O. (2007) Huntington’s disease, Lancet, 369, 218-228, https://doi.org/10.1016/S0140-6736(07)60111-1.
  4. Saito, R., Tada, Y., Oikawa, D., Sato, Y., Seto, M., Satoh, A., Kume, K., Ueki, N., Nakashima, M., Hayashi, S., Toyoshima, Y., Tokunaga, F., Kawakami, H., and Kakita, A. (2022) Spinocerebellar ataxia type 17-digenic TBP/STUB1 disease: neuropathologic features of an autopsied patient, Acta Neuropathol. Commun., 10, 177, https://doi.org/10.1186/s40478-022-01486-6.
  5. Cortes, C. J., and La Spada, A. R. (2015) Autophagy in polyglutamine disease: Imposing order on disorder or contributing to the chaos? Mol. Cell. Neurosci., 66, 53-61, https://doi.org/10.1016/j.mcn.2015.03.010.
  6. Adegbuyiro, A., Sedighi, F., Pilkington, A. W., Groover, S., and Legleiter, J. (2017) Proteins containing expanded polyglutamine tracts and neurodegenerative disease, Biochemistry, 56, 1199-1217, https://doi.org/10.1021/acs.biochem.6b00936.
  7. Srivastava, A. K., Takkar, A., Garg, A., and Faruq, M. (2017) Clinical behaviour of spinocerebellar ataxia type 12 and intermediate length abnormal CAG repeats in PPP2R2B, Brain, 140, 27-36, https://doi.org/10.1093/brain/aww269.
  8. Wright, G. E. B., Collins, J. A., Kay, C., McDonald, C., Dolzhenko, E., Xia, Q., Bečanović, K., Drögemöller, B. I., Semaka, A., Nguyen, C. M., Trost, B., Richards, F., Bijlsma, E. K., Squitieri, F., Ross, C. J. D., Scherer, S. W., Eberle, M. A., Yuen, R. K. C., and Hayden, M. R. (2019) Length of uninterrupted CAG, independent of polyglutamine size, results in increased somatic instability, hastening onset of huntington disease, Am. J. Hum. Genet., 104, 1116-1126, https://doi.org/10.1016/j.ajhg.2019.04.007.
  9. Li, L.-B., Yu, Z., Teng, X., and Bonini, N. M. (2008) RNA toxicity is a component of ataxin-3 degeneration in Drosophila, Nature, 453, 1107-1111, https://doi.org/10.1038/nature06909.
  10. Wang, L.-C., Chen, K.-Y., Pan, H., Wu, C.-C., Chen, P.-H., Liao, Y.-T., Li, C., Huang, M.-L., and Hsiao, K.-M. (2011) Muscleblind participates in RNA toxicity of expanded CAG and CUG repeats in Caenorhabditis elegans, Cell. Mol. Life Sci., 68, 1255-1267, https://doi.org/10.1007/s00018-010-0522-4.
  11. Hsu, R.-J., Hsiao, K.-M., Lin, M.-J., Li, C.-Y., Wang, L.-C., Chen, L.-K., and Pan, H. (2011) Long tract of untranslated CAG repeats is deleterious in transgenic mice, PLoS One, 6, e16417, https://doi.org/10.1371/journal.pone.0016417.
  12. Barbon, A., and Barlati, S. (2011) Glutamate receptor RNA editing in health and disease, Biochemistry (Moscow), 76, 882-889, https://doi.org/10.1134/S0006297911080037.
  13. Benne, R., Van den Burg, J., Brakenhoff, J. P., Sloof, P., Van Boom, J. H., and Tromp, M. C. (1986) Major transcript of the frameshifted coxII gene from trypanosome mitochondria contains four nucleotides that are not encoded in the DNA, Cell, 46, 819-826, https://doi.org/10.1016/0092-8674(86)90063-2.
  14. Wolf, P. G., Rowe, C. A., and Hasebe, M. (2004) High levels of RNA editing in a vascular plant chloroplast genome: analysis of transcripts from the fern Adiantum capillus-veneris, Gene, 339, 89-97, https://doi.org/10.1016/j.gene.2004.06.018.
  15. Solomon, O., Oren, S., Safran, M., Deshet-Unger, N., Akiva, P., Jacob-Hirsch, J., Cesarkas, K., Kabesa, R., Amariglio, N., Unger, R., Rechavi, G., and Eyal, E. (2013) Global regulation of alternative splicing by adenosine deaminase acting on RNA (ADAR), RNA, 19, 591-604, https://doi.org/10.1261/rna.038042.112.
  16. Bass, B. L., and Weintraub, H. (1988) An unwinding activity that covalently modifies its double-stranded RNA substrate, Cell, 55, 1089-1098, https://doi.org/10.1016/0092-8674(88)90253-X.
  17. Thomas, J. M., and Beal, P. A. (2017) How do ADARs bind RNA? New protein-RNA structures illuminate substrate recognition by the RNA editing ADARs, Bioessays, 39, 1600187, https://doi.org/10.1002/bies.201600187
  18. Goncharov, A. O., Shender, V. O., Kuznetsova, K. G., Kliuchnikova, A. A., and Moshkovskii, S. A. (2022) Interplay between A-to-I editing and splicing of RNA: a potential point of application for cancer therapy, Int. J. Mol. Sci., 23, 5240, https://doi.org/10.3390/ijms23095240.
  19. Maurano, M., Snyder, J. M., Connelly, C., Henao-Mejia, J., Sidrauski, C., and Stetson, D. B. (2021) Protein kinase R and the integrated stress response drive immunopathology caused by mutations in the RNA deaminase ADAR1, Immunity, 54, 1948-1960.e5, https://doi.org/10.1016/j.immuni.2021.07.001.
  20. Liddicoat, B. J., Piskol, R., Chalk, A. M., Ramaswami, G., Higuchi, M., Hartner, J. C., Li, J. B., Seeburg, P. H., and Walkley, C. R. (2015) RNA editing by ADAR1 prevents MDA5 sensing of endogenous dsRNA as nonself, Science, 349, 1115-1120, https://doi.org/10.1126/science.aac7049.
  21. Behm, M., and Öhman, M. (2016) RNA editing: a contributor to neuronal dynamics in the mammalian brain, Trends Genet., 32, 165-175, https://doi.org/10.1016/j.tig.2015.12.005.
  22. Vissel, B., Royle, G. A., Christie, B. R., Schiffer, H. H., Ghetti, A., Tritto, T., Perez-Otano, I., Radcliffe, R. A., Seamans, J., Sejnowski, T., Wehner, J. M., Collins, A. C., O’Gorman, S., and Heinemann, S. F. (2001) The role of RNA editing of kainate receptors in synaptic plasticity and seizures, Neuron, 29, 217-227, https://doi.org/10.1016/S0896-6273(01)00192-1.
  23. Egebjerg, J., and Heinemann, S. F. (1993) Ca2+ permeability of unedited and edited versions of the kainate selective glutamate receptor GluR6, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 90, 755-759, https://doi.org/10.1073/pnas.90.2.755.
  24. Rice, G. I., Kasher, P. R., Forte, G. M. A., Mannion, N. M., Greenwood, S. M., Szynkiewicz, M., Dickerson, J. E., Bhaskar, S. S., Zampini, M., Briggs, T. A., Jenkinson, E. M., Bacino, C. A., Battini, R., Bertini, E., Brogan, P. A., Brueton, L. A., Carpanelli, M., De Laet, C., de Lonlay, P., del Toro, M., Desguerre, I., Fazzi, E., Garcia-Cazorla, A., Heiberg, A., Kawaguchi, M., Kumar, R., Lin, J.-P. S.-M., Lourenco, C. M., Male, A. M., Marques, W., Mignot, C., Olivieri, I., Orcesi, S., Prabhakar, P., Rasmussen, M., Robinson, R. A., Rozenberg, F., Schmidt, J. L., Steindl, K., Tan, T. Y., van der Merwe, W. G., Vanderver, A., Vassallo, G., Wakeling, E. L., Wassmer, E., Whittaker, E., Livingston, J. H., Lebon, P., Suzuki, T., McLaughlin, P. J., Keegan, L. P., O’Connell, M. A., Lovell, S. C., and Crow, Y. J. (2012) Mutations in ADAR1 cause Aicardi-Goutières syndrome associated with a type I interferon signature, Nat. Genet., 44, 1243-1248, https://doi.org/10.1038/ng.2414.
  25. Livingston, J. H., Lin, J.-P., Dale, R. C., Gill, D., Brogan, P., Munnich, A., Kurian, M. A., Gonzalez-Martinez, V., De Goede, C. G. E. L., Falconer, A., Forte, G., Jenkinson, E. M., Kasher, P. R., Szynkiewicz, M., Rice, G. I., and Crow, Y. J. (2014) A type I interferon signature identifies bilateral striatal necrosis due to mutations in ADAR1, J. Med. Genet., 51, 76-82, https://doi.org/10.1136/jmedgenet-2013-102038.
  26. Huntley, M. A., Lou, M., Goldstein, L. D., Lawrence, M., Dijkgraaf, G. J. P., Kaminker, J. S., and Gentleman, R. (2016) Complex regulation of ADAR-mediated RNA-editing across tissues, BMC Genomics, 17, 61, https://doi.org/10.1186/s12864-015-2291-9.
  27. Tan, M. H., Li, Q., Shanmugam, R., Piskol, R., Kohler, J., Young, A. N., Liu, K. I., Zhang, R., Ramaswami, G., Ariyoshi, K., Gupte, A., Keegan, L. P., George, C. X., Ramu, A., Huang, N., Pollina, E. A., Leeman, D. S., Rustighi, A., Goh, Y. P. S., GTEx Consortium, Chawla, A., Del Sal, G., Peltz, G., Brunet, A., Conrad, D. F., Samuel, C. E., O’Connell, M. A., Walkley, C. R., Nishikura, K., and Li, J. B. (2017) Dynamic landscape and regulation of RNA editing in mammals, Nature, 550, 249-254, https://doi.org/10.1038/nature24041.
  28. Filippini, A., Bonini, D., Lacoux, C., Pacini, L., Zingariello, M., Sancillo, L., Bosisio, D., Salvi, V., Mingardi, J., La Via, L., Zalfa, F., Bagni, C., and Barbon, A. (2017) Absence of the Fragile X Mental Retardation Protein results in defects of RNA editing of neuronal mRNAs in mouse, RNA Biol., 14, 1580-1591, https://doi.org/10.1080/15476286.2017.1338232.
  29. Kubota-Sakashita, M., Iwamoto, K., Bundo, M., and Kato, T. (2014) A role of ADAR2 and RNA editing of glutamate receptors in mood disorders and schizophrenia, Mol. Brain, 7, 5, https://doi.org/10.1186/1756-6606-7-5.
  30. Srivastava, P. K., Bagnati, M., Delahaye-Duriez, A., Ko, J.-H., Rotival, M., Langley, S. R., Shkura, K., Mazzuferi, M., Danis, B., van Eyll, J., Foerch, P., Behmoaras, J., Kaminski, R. M., Petretto, E., and Johnson, M. R. (2017) Genome-wide analysis of differential RNA editing in epilepsy, Genome Res., 27, 440-450, https://doi.org/10.1101/gr.210740.116.
  31. Peel, A. L., Rao, R. V., Cottrell, B. A., Hayden, M. R., Ellerby, L. M., and Bredesen, D. E. (2001) Double-stranded RNA-dependent protein kinase, PKR, binds preferentially to Huntington’s disease (HD) transcripts and is activated in HD tissue, Hum. Mol. Genet., 10, 1531-1538, https://doi.org/10.1093/hmg/10.15.1531.
  32. Krol, J., Fiszer, A., Mykowska, A., Sobczak, K., de Mezer, M., and Krzyzosiak, W. J. (2007) Ribonuclease dicer cleaves triplet repeat hairpins into shorter repeats that silence specific targets, Mol. Cell, 25, 575-586, https://doi.org/10.1016/j.molcel.2007.01.031.
  33. Ota, H., Sakurai, M., Gupta, R., Valente, L., Wulff, B.-E., Ariyoshi, K., Iizasa, H., Davuluri, R. V., and Nishikura, K. (2013) ADAR1 forms a complex with Dicer to promote microRNA processing and RNA-induced gene silencing, Cell, 153, 575-589, https://doi.org/10.1016/j.cell.2013.03.024.
  34. Khan, N., Kolimi, N., and Rathinavelan, T. (2015) Twisting right to left: A…A mismatch in a CAG trinucleotide repeat overexpansion provokes left-handed Z-DNA conformation, PLoS Comput. Biol., 11, e1004162, https://doi.org/10.1371/journal.pcbi.1004162.
  35. Echeverria, G. V., and Cooper, T. A. (2012) RNA-binding proteins in microsatellite expansion disorders: mediators of RNA toxicity, Brain Res., 1462, 100-111, https://doi.org/10.1016/j.brainres.2012.02.030.
  36. Donnelly, C. J., Zhang, P.-W., Pham, J. T., Haeusler, A. R., Mistry, N. A., Vidensky, S., Daley, E. L., Poth, E. M., Hoover, B., Fines, D. M., Maragakis, N., Tienari, P. J., Petrucelli, L., Traynor, B. J., Wang, J., Rigo, F., Bennett, C. F., Blackshaw, S., Sattler, R., and Rothstein, J. D. (2013) RNA toxicity from the ALS/FTD C9ORF72 expansion is mitigated by antisense intervention, Neuron, 80, 415-428, https://doi.org/10.1016/j.neuron.2013.10.015.
  37. Mahajan, S. S., and Ziff, E. B. (2007) Novel toxicity of the unedited GluR2 AMPA receptor subunit dependent on surface trafficking and increased Ca2+-permeability, Mol. Cell. Neurosci., 35, 470-481, https://doi.org/10.1016/j.mcn.2007.04.006.
  38. Hideyama, T., Yamashita, T., Suzuki, T., Tsuji, S., Higuchi, M., Seeburg, P. H., Takahashi, R., Misawa, H., and Kwak, S. (2010) Induced loss of ADAR2 engenders slow death of motor neurons from Q/R site-unedited GluR2, J. Neurosci., 30, 11917-11925, https://doi.org/10.1523/JNEUROSCI.2021-10.2010.
  39. Moore, S., Alsop, E., Lorenzini, I., Starr, A., Rabichow, B. E., Mendez, E., Levy, J. L., Burciu, C., Reiman, R., Chew, J., Belzil, V. V., W Dickson, D., Robertson, J., Staats, K. A., Ichida, J. K., Petrucelli, L., Van Keuren-Jensen, K., and Sattler, R. (2019) ADAR2 mislocalization and widespread RNA editing aberrations in C9orf72-mediated ALS/FTD, Acta Neuropathol., 138, 49-65, https://doi.org/10.1007/s00401-019-01999-w.
  40. Riedmann, E. M., Schopoff, S., Hartner, J. C., and Jantsch, M. F. (2008) Specificity of ADAR-mediated RNA editing in newly identified targets, RNA, 14, 1110-1118, https://doi.org/10.1261/rna.923308.
  41. Herbert, A., and Rich, A. (2001) The role of binding domains for dsRNA and Z-DNA in the in vivo editing of minimal substrates by ADAR1, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 98, 12132-12137, https://doi.org/10.1073/pnas.211419898.
  42. Franklin, A., Steele, E. J., and Lindley, R. A. (2020) A proposed reverse transcription mechanism for (CAG)n and similar expandable repeats that cause neurological and other diseases, Heliyon, 6, e03258, https://doi.org/10.1016/j.heliyon.2020.e03258.
  43. Shuvalova, L. D., Davidenko, A. V., Eremeev, A. V., Khomyakova, E. A., Zerkalenkova, E. A., Lebedeva, O. S., Bogomazova, A. N., Klyushnikov, S. A., Illarioshkin, S. N., and Lagarkova, M. A. (2021) Generation of induced pluripotent stem cell line RCPCMi008-A derived from patient with spinocerebellar ataxia 17, Stem Cell Res., 54, 102431, https://doi.org/10.1016/j.scr.2021.102431.
  44. Holmqvist, S., Lehtonen, Š., Chumarina, M., Puttonen, K. A., Azevedo, C., Lebedeva, O., Ruponen, M., Oksanen, M., Djelloul, M., Collin, A., Goldwurm, S., Meyer, M., Lagarkova, M., Kiselev, S., Koistinaho, J., and Roybon, L. (2016) Creation of a library of induced pluripotent stem cells from Parkinsonian patients, NPJ Parkinsons Disease, 2, 16009, https://doi.org/10.1038/npjparkd.2016.9.
  45. Eremeev, A. V., Volovikov, E. A., Shuvalova, L. D., Davidenko, A. V., Khomyakova, E. A., Bogomiakova, M. E., Lebedeva, O. S., Zubkova, O. A., and Lagarkova, M. A. (2019) “Necessity is the mother of invention” or inexpensive, reliable, and reproducible protocol for generating organoids, Biochemistry (Moscow), 84, 321-328, https://doi.org/10.1134/S0006297919030143.
  46. Levitsky, L. I., Kliuchnikova, A. A., Kuznetsova, K. G., Karpov, D. S., Ivanov, M. V., Pyatnitskiy, M. A., Kalinina, O. V., Gorshkov, M. V., and Moshkovskii, S. A. (2019) Adenosine-to-inosine RNA editing in mouse and human brain proteomes, Proteomics, 19, e1900195, https://doi.org/10.1002/pmic.201900195.
  47. Levitsky, L. I., Ivanov, M. V., Goncharov, A. O., Kliuchnikova, A. A., Bubis, J. A., Lobas, A. A., Solovyeva, E. M., Pyatnitskiy, M. A., Ovchinnikov, R. K., Kukharsky, M. S., Farafonova, T. E., Novikova, S. E., Zgoda, V. G., Tarasova, I. A., Gorshkov, M. V., and Moshkovskii, S. A. (2023) Massive proteogenomic reanalysis of publicly available proteomic datasets of human tissues in search for protein recoding via adenosine-to-inosine RNA editing, J. Proteome Res., 22, 1695-1711, https://doi.org/10.1021/acs.jproteome.2c00740.
  48. Nikitina, A. S., Lipatova, A. V., Goncharov, A. O., Kliuchnikova, A. A., Pyatnitskiy, M. A., Kuznetsova, K. G., Hamad, A., Vorobyev, P. O., Alekseeva, O. N., Mahmoud, M., Shakiba, Y., Anufrieva, K. S., Arapidi, G. P., Ivanov, M. V., Tarasova, I. A., Gorshkov, M. V., Chumakov, P. M., and Moshkovskii, S. A. (2022) Multiomic profiling identified EGF receptor signaling as a potential inhibitor of type I interferon response in models of oncolytic therapy by vesicular stomatitis virus, Int. J. Mol. Sci., 23, 5244, https://doi.org/10.3390/ijms23095244.
  49. Ye, J., Coulouris, G., Zaretskaya, I., Cutcutache, I., Rozen, S., and Madden, T. L. (2012) Primer-BLAST: a tool to design target-specific primers for polymerase chain reaction, BMC Bioinformatics, 13, 134, https://doi.org/10.1186/1471-2105-13-134.
  50. O’Leary, N. A., Wright, M. W., Brister, J. R., Ciufo, S., Haddad, D., McVeigh, R., Rajput, B., Robbertse, B., Smith-White, B., Ako-Adjei, D., Astashyn, A., Badretdin, A., Bao, Y., Blinkova, O., Brover, V., Chetvernin, V., Choi, J., Cox, E., Ermolaeva, O., Farrell, C. M., Goldfarb, T., Gupta, T., Haft, D., Hatcher, E., Hlavina, W., Joardar, V. S., Kodali, V. K., Li, W., Maglott, D., Masterson, P., McGarvey, K. M., Murphy, M. R., O’Neill, K., Pujar, S., Rangwala, S. H., Rausch, D., Riddick, L. D., Schoch, C., Shkeda, A., Storz, S. S., Sun, H., Thibaud-Nissen, F., Tolstoy, I., Tully, R. E., Vatsan, A. R., Wallin, C., Webb, D., Wu, W., Landrum, M. J., Kimchi, A., Tatusova, T., DiCuccio, M., Kitts, P., Murphy, T. D., and Pruitt, K. D. (2016) Reference sequence (RefSeq) database at NCBI: current status, taxonomic expansion, and functional annotation, Nucleic Acids Res., 44, D733-D745, https://doi.org/10.1093/nar/gkv1189.
  51. Owczarzy, R., Tataurov, A. V., Wu, Y., Manthey, J. A., McQuisten, K. A., Almabrazi, H. G., Pedersen, K. F., Lin, Y., Garretson, J., McEntaggart, N. O., Sailor, C. A., Dawson, R. B., and Peek, A. S. (2008) IDT SciTools: a suite for analysis and design of nucleic acid oligomers, Nucleic Acids Res., 36, W163-W169, https://doi.org/10.1093/nar/gkn198.
  52. Chen, S., Zhou, Y., Chen, Y., and Gu, J. (2018) fastp: an ultra-fast all-in-one FASTQ preprocessor, Bioinformatics, 34, i884-i890, https://doi.org/10.1093/bioinformatics/bty560.
  53. Dobin, A., Davis, C. A., Schlesinger, F., Drenkow, J., Zaleski, C., Jha, S., Batut, P., Chaisson, M., and Gingeras, T. R. (2013) STAR: ultrafast universal RNA-seq aligner, Bioinformatics, 29, 15-21, https://doi.org/10.1093/bioinformatics/bts635.
  54. Danecek, P., Bonfield, J. K., Liddle, J., Marshall, J., Ohan, V., Pollard, M. O., Whitwham, A., Keane, T., McCarthy, S. A., Davies, R. M., and Li, H. (2021) Twelve years of SAMtools and BCFtools, Gigascience, 10, giab008, https://doi.org/10.1093/gigascience/giab008.
  55. Picardi, E., and Pesole, G. (2013) REDItools: high-throughput RNA editing detection made easy, Bioinformatics, 29, 1813-1814, https://doi.org/10.1093/bioinformatics/btt287.
  56. Picardi, E., D’Erchia, A. M., Lo Giudice, C., and Pesole, G. (2017) REDIportal: a comprehensive database of A-to-I RNA editing events in humans, Nucleic Acids Res., 45, D750-D757, https://doi.org/10.1093/nar/gkw767.
  57. Tran, S. S., Zhou, Q., and Xiao, X. (2020) Statistical inference of differential RNA-editing sites from RNA-sequencing data by hierarchical modeling, Bioinformatics, 36, 2796-2804, https://doi.org/10.1093/bioinformatics/btaa066.
  58. Bahn, J. H., Lee, J.-H., Li, G., Greer, C., Peng, G., and Xiao, X. (2012) Accurate identification of A-to-I RNA editing in human by transcriptome sequencing, Genome Res., 22, 142-150, https://doi.org/10.1101/gr.124107.111.
  59. Morabito, M. V., Ulbricht, R. J., O’Neil, R. T., Airey, D. C., Lu, P., Zhang, B., Wang, L., and Emeson, R. B. (2010) High-throughput multiplexed transcript analysis yields enhanced resolution of 5-hydroxytryptamine 2C receptor mRNA editing profiles, Mol. Pharmacol., 77, 895-902, https://doi.org/10.1124/mol.109.061903.
  60. Shanmugam, R., Zhang, F., Srinivasan, H., Charles Richard, J. L., Liu, K. I., Zhang, X., Woo, C. W. A., Chua, Z. H. M., Buschdorf, J. P., Meaney, M. J., and Tan, M. H. (2018) SRSF9 selectively represses ADAR2-mediated editing of brain-specific sites in primates, Nucleic Acids Res., 46, 7379-7395, https://doi.org/10.1093/nar/gky615.
  61. Mehta, S. R., Tom, C. M., Wang, Y., Bresee, C., Rushton, D., Mathkar, P. P., Tang, J., and Mattis, V. B. (2018) Human Huntington’s disease iPSC-derived cortical neurons display altered transcriptomics, morphology, and maturation, Cell Rep., 25, 1081-1096.e6, https://doi.org/10.1016/j.celrep.2018.09.076.
  62. Tian, B., White, R. J., Xia, T., Welle, S., Turner, D. H., Mathews, M. B., and Thornton, C. A. (2000) Expanded CUG repeat RNAs form hairpins that activate the double-stranded RNA-dependent protein kinase PKR, RNA, 6, 79-87, https://doi.org/10.1017/S1355838200991544.
  63. Mykowska, A., Sobczak, K., Wojciechowska, M., Kozlowski, P., and Krzyzosiak, W. J. (2011) CAG repeats mimic CUG repeats in the misregulation of alternative splicing, Nucleic Acids Res., 39, 8938-8951, https://doi.org/10.1093/nar/gkr608.
  64. Bowling, E. A., Wang, J. H., Gong, F., Wu, W., Neill, N. J., Kim, I. S., Tyagi, S., Orellana, M., Kurley, S. J., Dominguez-Vidaña, R., Chung, H.-C., Hsu, T. Y.-T., Dubrulle, J., Saltzman, A. B., Li, H., Meena, J. K., Canlas, G. M., Chamakuri, S., Singh, S., Simon, L. M., Olson, C. M., Dobrolecki, L. E., Lewis, M. T., Zhang, B., Golding, I., Rosen, J. M., Young, D. W., Malovannaya, A., Stossi, F., Miles, G., Ellis, M. J., Yu, L., Buonamici, S., Lin, C. Y., Karlin, K. L., Zhang, X. H.-F., and Westbrook, T. F. (2021) Spliceosome-targeted therapies trigger an antiviral immune response in triple-negative breast cancer, Cell, 184, 384-403.e21, https://doi.org/10.1016/j.cell.2020.12.031.
  65. Germanguz, I., Shtrichman, R., Osenberg, S., Ziskind, A., Novak, A., Domev, H., Laevsky, I., Jacob-Hirsch, J., Feiler, Y., Rechavi, G., and Itskovitz-Eldor, J. (2014) ADAR1 is involved in the regulation of reprogramming human fibroblasts to induced pluripotent stem cells, Stem Cells Dev., 23, 443-456, https://doi.org/10.1089/ scd.2013.0206.
  66. Cuddleston, W. H., Li, J., Fan, X., Kozenkov, A., Lalli, M., Khalique, S., Dracheva, S., Mukamel, E. A., and Breen, M. S. (2022) Cellular and genetic drivers of RNA editing variation in the human brain, Nat. Commun., 13, 2997, https://doi.org/10.1038/s41467-022-30531-0.
  67. Sledziowska, M., Winczura, K., Jones, M., Almaghrabi, R., Mischo, H., Hebenstreit, D., Garcia, P., and Grzechnik, P. (2023) Non-coding RNAs associated with Prader–Willi syndrome regulate transcription of neurodevelopmental genes in human induced pluripotent stem cells, Hum. Mol. Genet., 32, 608-620, https://doi.org/10.1093/hmg/ddac228.
  68. Zhang, L.-M., Wang, M.-H., Yang, H.-C., Tian, T., Sun, G.-F., Ji, Y.-F., Hu, W.-T., Liu, X., Wang, J.-P., and Lu, H. (2019) Dopaminergic neuron injury in Parkinson’s disease is mitigated by interfering lncRNA SNHG14 expression to regulate the miR-133b/ α-synuclein pathway, Aging (Albany NY), 11, 9264-9279, https://doi.org/10.18632/aging.102330.
  69. Ansell, B. R. E., Thomas, S. N., Bonelli, R., Munro, J. E., Freytag, S., and Bahlo, M. (2021) A survey of RNA editing at single-cell resolution links interneurons to schizophrenia and autism, RNA, 27, 1482-1496, https://doi.org/10.1261/rna.078804.121.
  70. Vitali, P., Basyuk, E., Le Meur, E., Bertrand, E., Muscatelli, F., Cavaillé, J., and Huttenhofer, A. (2005) ADAR2-mediated editing of RNA substrates in the nucleolus is inhibited by C/D small nucleolar RNAs, J. Cell Biol., 169, 745-753, https://doi.org/10.1083/jcb.200411129.
  71. Galeano, F., Leroy, A., Rossetti, C., Gromova, I., Gautier, P., Keegan, L. P., Massimi, L., Di Rocco, C., O’Connell, M. A., and Gallo, A. (2010) Human BLCAP transcript: new editing events in normal and cancerous tissues, Int. J. Cancer, 127, 127-137, https://doi.org/10.1002/ijc.25022.
  72. Puchalski, R. B., Louis, J. C., Brose, N., Traynelis, S. F., Egebjerg, J., Kukekov, V., Wenthold, R. J., Rogers, S. W., Lin, F., and Moran, T. (1994) Selective RNA editing and subunit assembly of native glutamate receptors, Neuron, 13, 131-147, https://doi.org/10.1016/0896-6273(94)90464-2.
  73. Akbarian, S., Smith, M. A., and Jones, E. G. (1995) Editing for an AMPA receptor subunit RNA in prefrontal cortex and striatum in Alzheimer’s disease, Huntington’s disease and schizophrenia, Brain Res., 699, 297-304, https://doi.org/10.1016/0006-8993(95)00922-D.
  74. Hideyama, T., Yamashita, T., Aizawa, H., Tsuji, S., Kakita, A., Takahashi, H., and Kwak, S. (2012) Profound downregulation of the RNA editing enzyme ADAR2 in ALS spinal motor neurons, Neurobiol. Dis., 45, 1121-1128, https://doi.org/10.1016/j.nbd.2011.12.033.

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Приложение к статье
Скачать (2MB)
Метаданные
3. Рис. 1. Характеристики органоидов среднего мозга. а – Микрофотографии органоидов мозга с зонами морфогенеза после культивирования в среде для дифференцировки в миниреакторах в течение 45 дней; фазово-контрастная микроскопия (увеличение – 200×). б – Иммунофлуоресцентное окрашивание срезов органоидов мозга, полученных из дифференцированных производных различных линий ИПСК. Окраска антителами на MAP (зеленый); окраска антителами GFAP (красный). Ядра клеток окрашены DAPI (синий); увеличение – 1000×. SCA17.9L – клеточная линия, содержащая 45 CAG-повторов в TBP; HD76.1S – клеточная линия, содержащая 76 CAG-повторов в HTT; RG4S – контрольная клеточная линия

Скачать (428KB)
Метаданные
4. Рис. 2. Анализ дифференциальной экспрессии связанных с системой ADAR генов при сравнении ИПСК и органоидов среднего мозга. ΔCt – разница между пороговым циклом исследуемого гена и средним геометрическим пороговых циклов ACTB и TBP; ИФН – интерферон; * p-value < 0,05; ** p-value < 0,01; ns – p-value > 0,05. Более подробно данные представлены в табл. П3Б в Приложении

Скачать (155KB)
Метаданные
5. Рис. 3. Изменение уровня редактирования РНК после дифференцировки ИПСК в органоиды среднего мозга. а – Вулканная диаграмма анализа дифференциального редактирования между ИПСК и органоидами мозга; б – значимых изменений нет: сайты, предположительно, редактируемые ADAR1; в – рост на граничном уровне значимости: сайты, предположительно, редактируемые обоими ферментами ADAR; г – значимый рост: сайты-субстраты ADAR2, подтвержденные по независимым данным

Скачать (313KB)
Метаданные
6. Рис. 4. Обзорный анализ редактирования РНК в исследованных образцах ИПСК и дифференцированных из них органоидах среднего мозга. а – Распределение сайтов, редактируемых разными ферментами ADAR (подробнее см. в табл. П2Б в Приложении); ADAR1* – сайты РНК в Alu- и SINE-повторах, предположительно, редактируемые ферментом ADAR1; б – анализ главных компонент, интегрирующий переменные – уровни редактирования исследуемых сайтов в патологии и контроле. Все образцы были разделены на две отдельные группы, включающие ИПСК и органоиды среднего мозга. Две культуры органоидов HD, содержащие 42 и 76 CAG-повторов, представляли собой выбросы; в и г – коробчатые диаграммы уровней редактирования РНК с включением HD76 в группу HD и с обособлением этого образца. ИПСК – индуцированные плюрипотентные стволовые клетки; HD – болезнь Гентингтона; SCA17 – атаксия типа 17; HD76 – болезнь Гентингтона с 76 CAG-повторами в гене HTT; * p-value < 0,05; ** p-value < 0,01; *** p-value < 0,001; **** p-value < 0,0001

Скачать (173KB)
Метаданные
7. Рис. 5. Вулканные диаграммы анализа дифференциального редактирования органоидов среднего мозга, содержащих 76 повторов CAG в гене HTT (HD76). Сравнение органоидов HD76 с органоидами от здоровых доноров (а), от пациентов с SCA17 (б) и с другими двумя случаями болезни Гентингтона. Синими точками отмечены сайты со значимыми (скорректированное p-value < 0,05) изменениями уровня редактирования. Ось X представляет разницу в уровне редактирования РНК (%); ось Y отражает log10p-value (скорректированное)

Скачать (173KB)
Метаданные
8. Рис. 6. Уровни редактирования сайтов длинной некодирующей РНК PWAR5; HD – болезнь Гентингтона; SCA17 – атаксия типа 17; HD76 – болезнь Гентингтона с 76 CAG-повторами в гене HTT; **** p-value < 0,0001

Скачать (139KB)
Метаданные

© Российская академия наук, 2024

Согласие на обработку персональных данных с помощью сервиса «Яндекс.Метрика»

1. Я (далее – «Пользователь» или «Субъект персональных данных»), осуществляя использование сайта https://journals.rcsi.science/ (далее – «Сайт»), подтверждая свою полную дееспособность даю согласие на обработку персональных данных с использованием средств автоматизации Оператору - федеральному государственному бюджетному учреждению «Российский центр научной информации» (РЦНИ), далее – «Оператор», расположенному по адресу: 119991, г. Москва, Ленинский просп., д.32А, со следующими условиями.

2. Категории обрабатываемых данных: файлы «cookies» (куки-файлы). Файлы «cookie» – это небольшой текстовый файл, который веб-сервер может хранить в браузере Пользователя. Данные файлы веб-сервер загружает на устройство Пользователя при посещении им Сайта. При каждом следующем посещении Пользователем Сайта «cookie» файлы отправляются на Сайт Оператора. Данные файлы позволяют Сайту распознавать устройство Пользователя. Содержимое такого файла может как относиться, так и не относиться к персональным данным, в зависимости от того, содержит ли такой файл персональные данные или содержит обезличенные технические данные.

3. Цель обработки персональных данных: анализ пользовательской активности с помощью сервиса «Яндекс.Метрика».

4. Категории субъектов персональных данных: все Пользователи Сайта, которые дали согласие на обработку файлов «cookie».

5. Способы обработки: сбор, запись, систематизация, накопление, хранение, уточнение (обновление, изменение), извлечение, использование, передача (доступ, предоставление), блокирование, удаление, уничтожение персональных данных.

6. Срок обработки и хранения: до получения от Субъекта персональных данных требования о прекращении обработки/отзыва согласия.

7. Способ отзыва: заявление об отзыве в письменном виде путём его направления на адрес электронной почты Оператора: info@rcsi.science или путем письменного обращения по юридическому адресу: 119991, г. Москва, Ленинский просп., д.32А

8. Субъект персональных данных вправе запретить своему оборудованию прием этих данных или ограничить прием этих данных. При отказе от получения таких данных или при ограничении приема данных некоторые функции Сайта могут работать некорректно. Субъект персональных данных обязуется сам настроить свое оборудование таким способом, чтобы оно обеспечивало адекватный его желаниям режим работы и уровень защиты данных файлов «cookie», Оператор не предоставляет технологических и правовых консультаций на темы подобного характера.

9. Порядок уничтожения персональных данных при достижении цели их обработки или при наступлении иных законных оснований определяется Оператором в соответствии с законодательством Российской Федерации.

10. Я согласен/согласна квалифицировать в качестве своей простой электронной подписи под настоящим Согласием и под Политикой обработки персональных данных выполнение мною следующего действия на сайте: https://journals.rcsi.science/ нажатие мною на интерфейсе с текстом: «Сайт использует сервис «Яндекс.Метрика» (который использует файлы «cookie») на элемент с текстом «Принять и продолжить».