Molecular Identification, Effector genes and Virulence of Isolates of  Parastagonospora nodorum  from Altai Krai (Russia)

Yu. V. Zeleneva; Зеленева Ю. В.; Ph. B. Gannibal; Ганнибал Ф. Б.; I. А. Kazartsev; Казарцев И. А.; V. P. Sudnikova; Судникова В. П.

doi:10.31857/S0026364823050124

Молекулярная идентификация, гены-эффекторы и вирулентность изолятов гриба Parastagonospora nodorum из Алтайского края (Россия)

Авторы: Зеленева Ю.В.¹, Ганнибал Ф.Б.¹, Казарцев И.А.¹, Судникова В.П.²
Учреждения:
1. Всероссийский научно-исследовательский институт защиты растений
2. Среднерусский филиал Федерального научного центр им. И.В. Мичурина
Выпуск: Том 57, № 5 (2023)
Страницы: 362-371
Раздел: ГРИБЫ – ВОЗБУДИТЕЛИ БОЛЕЗНЕЙ РАСТЕНИЙ
URL: https://bakhtiniada.ru/0026-3648/article/view/138090
DOI: https://doi.org/10.31857/S0026364823050124
EDN: https://elibrary.ru/EYWBIS
ID: 138090

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ
Доступ закрыт

Доступ предоставлен
Доступ закрыт

Только для подписчиков

Аннотация
Об авторах
Список литературы
Дополнительные файлы
Статистика

Аннотация

Септориозы – вредоносные болезни пшеницы, распространенные во всех зернопроизводящих странах и вызываемые грибами преимущественно из родов Parastagonospora и Zymoseptoria. Цель данной работы состояла в подтверждении видовой принадлежности алтайских изолятов Parastagonospora nodorum, полученных с сортов озимой и яровой пшеницы, ярового овса и тритикале, путем анализа нуклеотидных последовательностей двух филогенетически информативных локусов ДНК ITS и tub2, а также в определении генов-эффекторов Tox1, Tox3, ToxA и изучении вирулентных свойств полученных изолятов. Для первичной идентификации возбудителей септориозной пятнистости использовали микроскопический анализ пикнид и конидий, взятых из фрагментов пораженной ткани растений. Септориоз на изученных образцах вызывал вид P. nodorum. Колонии гриба на картофельно-глюкозном агаре имели хорошо развитый бархатистый мицелий светло-бурого цвета, по периферии они были темными (смешанный тип) с большим количеством пикнид и конидий. Секвенирование восьми моноконидиальных изолятов, полученных из разных инфекционных образцов, показало, что все они имели 100%-е сходство по обоим локусам ITS и tub2. Последовательности обоих локусов имели наибольшую степень гомологии с P. nodorum. В результате поиска трех генов-эффекторов с помощью ПЦР в генотипе всех 80 моноконидиальных изолятов P. nodorum, полученных с сортов озимой и яровой пшеницы, ярового овса и тритикале, был выявлен только ген Tox3. Гены ToxА и Tox1 у изученных изолятов обнаружены не были. Вирулентность изолятов P. nodorum определяли в лабораторных условиях, используя метод оценки на изолированных листьях пшеницы. Четыре изолята, полученных с яровой пшеницы, и один изолят с озимой пшеницы были охарактеризованы как вирулентные. При заражении сортов яровой и озимой пшеницы смесью двух изолятов, полученных с овса, отмечено проявление авирулентных свойств. Изолят, выделенный с тритикале, проявил авирулентность на сортах озимой и вирулентность на сортах яровой пшеницы.

Ключевые слова

вирулентность, гены-эффекторы, молекулярная диагностика, селективный токсин хозяина, септориоз, филогенетическое дерево, Parastagonospora nodorum

Список литературы

Andrie R.M., Pandelova I., Ciuffetti L.M. A combination of phenotypic and genotypic characterization strengthens Pyrenophora tritici-repentis race identification. Phytopathology. 2007. V. 97. P. 694–701. https://doi.org/10.1094/PHYTO-97-6-0694
Ciuffetti L.M., Tuori R.P., Gaventa J.M. A single gene encodes a selective toxin causal to the development of tan spot of wheat. Plant Cell. 1997. V. 9 (2). P. 135–144. https://doi.org/10.1105/tpc.9.2.135
Croll D., Crous P.W., Pereira D. et al. Genome-scale phylo-genies reveal relationships among Parastagonospora species infecting domesticated and wild grasses. Persoonia. 2021. V. 46. P. 116–128. https://doi.org/10.3767/persoonia.2021.46.04
Doyle J.J., Doyle J.L. Isolation of plant DNA from fresh tissue. Focus. 1990. V. 12. P. 13–15.
Faris J.D., Zhang Z., Rasmussen J.B. et al. Variable expression of the Stagonospora nodorum effector SnToxA among isolates is correlated with levels of disease in wheat. Mol Plant Microbe Interact. 2011. V. 24 (12). P. 1419–1426. https://doi.org/10.1094/MPMI-04-11-0094
Friesen T.L., Stukenbrock E.H., Liu Z. et al. Emergence of a new disease as a result of interspecific virulence gene transfer. Nat. Genet. 2006. V. 38 (8). P. 953–956. https://doi.org/10.1038/ng1839
Gao Y., Faris J.D., Liu Z. et al. Identification and characterization of the SnTox6-Snn6 interaction in the Parasta-gonospora nodorum – wheat pathosystem. Mol. Plant Microbe Interact. 2015. V. 28 (5). P. 615–625. https://doi.org/10.1094/MPMI-12-14-0396-P
Haugrud A.R.P., Zhang Z., Friesen T.L. et al. Genetics of resistance to Septoria nodorum blotch in wheat. Theor. Appl. Genet. 2022. V. 135. P. 3685–3707. https://doi.org/10.1007/s00122-022-04036-9
John E., Jacques S., Phan H.T.T. et al. Variability in an effector gene promoter of a necrotrophic fungal pathogen dictates epistasis and effector-triggered susceptibility in wheat. PLoS Pathog. 2022. V 18. e1010149. https://doi.org/10.1371/journal.ppat.1010149
Kariyawasam G.K., Richards J.K., Wyatt N.A. et al. The Parastagonospora nodorum necrotrophic effector SnTox5 targets the wheat gene Snn5 and facilitates entry into the leaf mesophyll. New Phytol. 2022. V. 233 (1). P. 409–426. https://doi.org/10.1111/nph.17602
Kolomiets T.M., Pakholkova E.V., Dubovaya L.P. Selection of the initial material for the creation of wheat cultivars with long-term resistance to Septoria blotch. Pechatnyy gorod, Moscow, 2017. 56 p. (in Russ.).
Kovalenko N.M., Zeleneva Yu.V., Sudnikova V.P. Characterization of Pyrenophora tritici-repentis, Parastagonospora nodorum and Parastagonospora pseudonodorum populations in the Tambov region territory based on the presence of effector genes. Russian Agricultural Sciences. 2023. V. 2. P. 20–25. (in Russ.).https://doi.org/10.31857/S2500262723020114
Kumar S., Stecher G., Li M. et al. MEGA X: Molecular Evolutionary Genetics Analysis across computing platforms. Mol. Biol. Evol. 2018. V. 35. P. 1547–1549. https://doi.org/10.1093/molbev/msy096
Liu Z., Faris J.D., Oliver R.P. et al. SnTox3 acts in effector triggered susceptibility to induce disease on wheat carrying the Snn3 gene. PLOS Pathog. 2009. V. 5 (9). e1000581. https://doi.org/10.1371/journal.ppat.1000581
Liu Z., Zhang Z., Faris J.D. et al. The cysteine rich necrotrophic effector SnTox1 produced by Stagonospora nodorum triggers susceptibility of wheat lines harboring Snn1. PLOS Pathog. 2012. V 8 (1). e1002467. https://doi.org/10.1371/journal.ppat.1002467
Malkus A., Reszka E., Chang C.J. et al. Sequence diversity of beta-tubulin (tubA) gene in Phaeosphaeria nodorum and P. avenaria. FEMS Microbiol Lett. 2005. V. 249 (1). P. 49–56. https://doi.org/10.1016/j.femsle.2005.05.049
Manylova O.V., Chernyshkov V.N., Kartashov M.I. Efficiency of biofungicides against root rot and Septoria blotch of winter wheat in forest-steppe conditions of the Altai Ob region. Vestnik Altayskogo gosudarstvennogo agrarnogo universiteta. 2018. V. 5 (163). P. 54–58 (in Russ.).
O’Donnell K., Cigelnik E. Two divergent intragenomic rDNA ITS2 types within a monophyletic lineage of the fungus Fusarium are nonorthologous. Mol. Phylogenet. Evol. 1997. V. 7 (1). P. 103–116. https://doi.org/10.1006/mpev.1996.0376
Phan H.T.T., Rybak K., Bertazzoni S. et al. Novel sources of resistance to Septoria nodorum blotch in the Vavilov wheat collection identified by genome-wide association studies. Theor. Appl. Genet. 2018. V. 131. P. 1223–1238. https://doi.org/10.1007/s00122-018-3073-y
Pyzhikova G.V., Karaseva E.V. Methods of studying Septoria pathogens on isolated wheat leaves. Selskokhozyaystvennaya biologiya. 1985. V. 12. P. 112–114 (in Russ.).
Pyzhikova G.V., Sanina A.A., Suprun L.M. et al. Methods of assessing the resistance of breeding material and wheat cultivars to Septoria blotch: guidelines. Moscow. 1989. 43 p. (in Russ.).
Richards J.K., Kariyawasam G.K., Seneviratne S. et al. A triple threat: the Parastagonospora nodorum SnTox267 effector exploits three distinct host genetic factors to cause disease in wheat. New Phytol. 2022. V. 233 (1). P. 427–442. https://doi.org/10.1111/nph.17601
Sanger F., Nicklen S., Coulson A.R. DNA sequencing with chain-terminating inhibitors. Proc. Natl Acad. Sci. USA. 1977. V. 74 (12). P. 5463–5467. https://doi.org/10.1073/pnas.74.12.5463
Sanin S.S., Ibragimov T.Z., Strizhekozin Yu.A. Method for calculating wheat yield losses from diseases. Zaschita i karantin rasteniy. 2018. V. 1. P. 11–15 (in Russ.).
Shi G., Zhang Z., Friesen T.L. et al. The hijacking of a receptor kinase-driven pathway by a wheat fungal pathogen leads to disease. Sci Adv. 2016. V. 2 (10). e1600822. https://doi.org/10.1126/sciadv.1600822
Shipton W., Boyd W., Rosielle A. et al. The common Septoria diseases of wheat. Bot. Rev. 1971. V. 37. P. 231–262.
Solomon P.S., Lowe R.G., Tan K.C. et al. Stagonospora nodorum: cause of Stagonospora nodorum blotch of wheat. Mol. Plant Pathol. 2006. V. 7 (3). P. 147–156. https://doi.org/10.1111/j.1364-3703.2006.00326.x
Toropova E.Yu., Kazakova O.A., Piskarev V.V. Septoria blotch epidemic process on spring wheat varieties. Vavilov J. Genetics and Breeding 2020. V. 24 (2). P. 139–148. https://doi.org/10.18699/VJ20.609
Trukhacheva N.V. Medical statistics: Textbook. Feniks, Rostov-on-Don, 2017 (in Russ.).
White T.J., Bruns T., Lee S. et al. Amplification and direct sequencing of fungal ribosomal RNA genes for phylogenetics. In: M.A. Innis (ed.). PCR Protocols: A guide to methods and applications. Academic Press, San Diego, 1990. P. 315–322.
Zeleneva Yu.V., Ablova I.B., Sudnikova V.P. et al. Species composition of wheat Septoria pathogens in the European part of Russia and pdentifying SnToxA, SnTox1 and SnTox3 effector genes. Mikologiya i fitopatologiya. 2022. V. 56 (6). P. 441–447. https://doi.org/ (in Russ.).https://doi.org/10.31857/S0026364822060113
Zhang Z., Running K.L.D., Seneviratne S. et al. A protein kinase – major sperm protein gene hijacked by a necrotrophic fungal pathogen triggers disease susceptibility in wheat. Plant J. 2021. V. 106 (3). P. 720–732. https://doi.org/10.1111/tpj.15194
Zhao P., Crous P.W., Hou L.W. et al. Fungi of quarantine concern for China I: Dothideomycetes. Persoonia – Molecular Phylogeny and Evolution of Fungi. 2021. V. 47 (1). P. 45–105. https://doi.org/10.3767/persoonia.2021.47.02
Зеленева Ю.В., Аблова И.Б., Судникова В.П. и др. (Zeleneva et al.) Видовой состав возбудителей септориозов пшеницы в европейской части России и идентификация генов-эффекторов SnToxA, SnTox1 и SnTox3 // Микология и фитопатология. 2022. Т. 56. № 6. С. 441–447.
Коваленко Н.М., Зеленева Ю.В., Судникова В.П. (Kovalenko et al.) Характеристика популяций Pyrenophora tritici-repentis, Parastagonospora nodorum и Parastagonospora pseudonodorum на территории Тамбовской области по наличию генов-эффекторов // Российская сельскохозяйственная наука. 2023. Т. 2. С. 20–25.
Коломиец Т.М., Пахолкова Е.В., Дубовая Л.П. (Kolomiets et al.) Отбор исходного материала для создания сортов пшеницы с длительной устойчивостью к септориозу. М.: Печатный город. 2017. 56 с.
Манылова О.В., Чернышков В.Н., Карташов М.И. (Manylova et al.) Эффективность биофунгицидов против корневых гнилей и септориоза озимой пшеницы в условиях лесостепи Алтайского Приобья. Вестник Алтайского государственного аграрного университета. 2018. Т. 5. № 163. С. 54–58.
Пыжикова Г.В., Карасева Е.В. (Pyzhikova, Karaseva) Методика изучения возбудителей септориоза на изолированных листьях пшеницы // Сельскохозяйственная биология. 1985. Т. 12. С. 112–114.
Пыжикова Г.В., Санина А.А., Супрун Л.М. и др. (Pyzhikova et al.) Методы оценки устойчивости селекционного материала и сортов пшеницы к септориозу: метод. указ. М.: ВНИИФ, 1989. 43 с.
Санин С.С., Ибрагимов Т.З., Стрижекозин Ю.А. (Sanin et al.) Метод расчета потерь урожая пшеницы от болезней. Защита и карантин растений. 2018. № 1. С. 11–15.
Трухачева Н.В. (Trukhacheva) Медицинская статистика: учеб. пособие. Ростов-на-Дону: Феникс, 2017. 324 с.